44 Parasitosen

Ingrid Reiter-Owona

44.1 Einleitung

Parasiten weisen, im Gegensatz zu Bakterien, einen komplizierten Lebenszyklus auf. Der menschliche Organismus kann dabei entweder als End- oder als Zwischenwirt für den Parasiten dienen. Im Endwirt findet die sexuelle Vermehrung des Parasiten statt und die Endprodukte dieser Vermehrung werden in die Außenwelt oder an einen Vektor abgegeben. Im Zwischenwirt entwickeln sich ruhende Dauerstadien des Parasiten, die entweder während ihrer Vermehrungsphase oder durch die von ihnen selbst induzierten Immunreaktionen den Zwischenwirt schädigen können. Die Zeit zwischen Infektion und dem Auftreten von Parasitenstadien, die mit labordiagnostischen Mitteln nachweisbar sind, kann unterschiedlich lang sein und Tage bis Monate betragen (Präpatenz).

In Mittel- und Nordeuropa zählen Parasitosen zu den eher seltenen Erkrankungen. Die Diagnose einer parasitären Infektion, insbesondere wenn sie den Darm oder die Haut betrifft, ruft bei den Betroffenen im Extremfall Panik artige Gefühle hervor und wird mit mangelnder Hygiene und sozial niedrigem Status verbunden. Auch wenn Parasiten weder soziale noch geographische Grenzen kennen, wird ihre Verbreitung in weniger industrialisierten Ländern mit unzureichender Entsorgung von menschlichen Fäkalien, schlechter Trinkwasserqualität und Nahrungsmangel gefördert. Eine Wechselwirkung auf den Ernährungszustand, die geistige und körperliche Entwicklung oder die Morbidität setzt eine hohe Parasitenlast voraus, die in nordeuropäischen Breitengraden nicht erreicht wird.

Parasitosen spielen deshalb eine unterschiedliche Rolle in verschiedenen Bevölkerungsgruppen, wenn es um die Abklärung von unklaren Krankheitsbildern geht. Als Risikogruppen gelten Menschen mit starker Reiseaktivität, Mitbürger mit Migrationshintergrund und regelmäßigen Reisen in ihre Herkunftsländer sowie Immigranten aus Ländern mit geringeren Hygienestandards. Gefährdet sind auch sehr junge und sehr alte Menschen sowie Personen, die einen engen Kontakt mit Tieren unterhalten. Einen besonderen Status nehmen immunsupprimierte Personen ein, bei denen opportunistische Erreger lebensgefährliche Erkrankungen hervorrufen können.

Eine sinnvolle und effektive Labordiagnostik von Parasitosen setzt eine Grundkenntnis zur Verbreitung und zum Lebenszyklus von Parasiten voraus. Durch sorgfältige Erhebung von anamnestischen Daten einschließlich der Nachfrage nach länger zurückliegenden Reisen und Besonderheiten im Blutbild, insbesondere die Eosinophilie, lässt sich das Spektrum der möglichen parasitären Erreger eingrenzen.

Die Labordiagnose von Parasitosen stützt sich auf zwei Säulen:

• Den direkten Nachweis von Parasiten, von Parasitenanteilen, deren Antigene oder DNA/RNA;
• Den Nachweis eines Kontaktes mit dem Erreger über die Detektion von spezifischen Antikörpern (Serologie).

Welche Nachweismethode zielführend ist, wird entscheidend beeinflusst von der klinischen Symptomatik (z.B. Durchfall, Fieber), der Inkubationszeit und Präpatenz, dem Siedlungsort der Parasiten, die in Endoparasiten (Darmparasiten, Gewebeparasiten, Blutparasiten) und Ektoparasiten (Insekten) eingeteilt werden sowie der Lokalisation (intrazellulär oder extrazellulär).

Die mikroskopische Untersuchung ermöglicht einen orientierenden Überblick über alle Parasiten und apathogenen Erreger, welche sich zum Zeitpunkt der Probenentnahme im Untersuchungsmaterial befinden. Die Nachweisempfindlichkeit des Verfahrens steigt mit der Parasitendichte, der Anzahl der untersuchten Proben (insbesondere Stuhl), dem Probenvolumen (Körperflüssigkeiten) und der Verwendung von effektiven Anreicherungsverfahren.

Auf der gezielten Suche nach einem bestimmten Erreger ist die mikroskopische Diagnostik den Antigen- oder DNA-Nachweisen meist unterlegen. Auch sind auf konventionellem Wege die Pathogentitätsmerkmale von morphologisch identischen Arten (z.B. Entamoeba histolytica, E. dispar) oder Resistenzfaktoren nicht zu erfassen. Ein sinnvoller Parasitennachweis mittels serologischer Methoden setzt eine Gewebewanderung oder Gewebe invasive Formen (z.B. E. histolytica) des Erregers voraus.

Primär anzustreben ist der direkte Nachweis des Errergers oder eines seiner Entwicklungsstadien. Der alleinige Nachweis von Antikörpern oder von Parasiten spezifischer DNA erlaubt oftmals keine Aussage über den Zustand oder die Dauer der Infektion.

Im Folgenden werden nur diejenigen Parasitosen näher besprochen, welche in Mittel- und Nordeuropa endemisch sind, auf Auslandsreisen häufiger erworben oder von Immigranten importiert werden.

Eine Auswahl von Parasitosen ist beispielhaft in der Literaturstelle /56/ aufgezeigt: Vorgestellt wurde ein 43 Jahre alter Mann mit einem pulmonalen Rundherd. Die Person war frei von Beschwerden und zeigte ein normales Blutbild, bei einer leichten Verminderung des Hb-Wertes. Die Computertomographie des Brustkorbs zeigte einen 12 mm großen Rundherd ohne Verkalkung im rechten Mittellappen der Lunge. Die Untersuchungen von Leber und der Nieren waren unauffällig. Die morphologischen und serologischen Befunde ergaben eine Histoplasmose.

Ausgeschlossen wurden wesentliche nicht-infektiöse Erkrankungen, z.B.:

• Eine Sarkoidose; die Erkrankung ist in der Regel mit kleineren Knoten mit peribronchovaskulärer und perifissuraler Verteilung in den oberen Lungenlappen lokalisiert.
• Ein Hamartom; es handelt sich um einen Tumor aus fibrösem Gewebe.

Die infektiösen, parasitären Ursachen, die einen Rundherd verursachen können, sind dargestellt in Tab. 44-9 – Infektiöse Ursachen von Rundherden in der Lunge.

44.2 Probenentnahme, Transport, Untersuchungsmethoden

Stuhl

Da die Diagnose der meisten Darmparasiten darauf basiert, Eier oder Larven von Würmern zu finden bzw. Trophozoiten oder Zysten von Protozoen, sollte auf die richtige Entnahme der Stuhlprobe geachtet werden. Stuhlparasiten werden selten kontinuierlich ausgeschieden. Für eine erste orientierende Untersuchung auf Darmparasiten sind drei Stuhlproben erforderlich die jeweils im Abstand von 2 Tagen abgenommen werden. Bei begründetem klinischem Verdacht kann aber auch die Untersuchung von mehr als fünf Proben sinnvoll sein. Eine Befundinterpretation wie keine Parasiten nachgewiesen, welche auf der Untersuchung von nur einer Stuhlprobe beruht, kann nur unter Einschränkung gültig sein.

Das Einsammeln der Stuhlproben bleibt meist dem Patienten überlassen. Er benötigt hierfür einen geeigneten, weithalsigen Behälter und sollte darüber aufgeklärt werden, dass ein Kontakt der Probe mit Toilettenwasser oder Erdboden möglichst zu vermeiden ist. Ganze Würmer, Wurmanteile oder Wurm ähnliche Strukturen sind am besten unfixiert in Leitungswasser aufzufangen und an das parasitologisch-diagnostische Speziallabor zu verschicken.

Bei geformtem Stuhl sollte die Probe etwa Walnuss groß (20–40 g) sein, bei flüssigem Stuhl dem Volumen von ca. 5–6 Teelöffeln entsprechen. Geformter Stuhl kann generell unfixiert eingeschickt werden wenn die Transportzeit 24 h nicht überschreitet. Flüssiger Stuhl muss innerhalb von 30 min nach dem Absetzen im Labor vorliegen oder je nach weiterem Untersuchungsgang bereits beim Patienten mit einem geeigneten Fixativ konserviert werden oder innerhalb von 24 h das Labor erreichen. Wenn Fixative verwendet werden, dann ist der frische Stuhl gründlich mit der jeweiligen Flüssigkeit zu durchmischen. Als Fixative eignen sich 5–10 % Formalin oder die SAF-Lösung (Sodium acetate-acetic acid-formaldehyd). Die in der Vergangenheit häufig mit guten Ergebnissen eingesetzte Merthiolatanreicherung (MIF-Konzentration) sollte wegen der umweltschädlichen Eigenschaften der Quecksilber haltigen Verbindung nicht mehr verwendet werden. In einigen kommerziellen Anreicherungssystemen wurde z.B. der Explosions gefährdete Äther durch Ethylacetat ersetzt. Jedes Fixativ zeigt Besonderheiten bei der Konservierung von einzelnen Parasiten oder deren Entwicklungsstadien, was sich sowohl auf ihre Morphologie, die Färbeeigenschaften und die Anreicherung auswirken kann /1, 2/.

Kühlschranktemperaturen sind geeignet für eine längere Lagerung von geformten Stuhlproben, Einfrieren zerstört die Struktur der Parasiten und macht eine mikroskopische Diagnose unmöglich. Art und Dauer der Vorbehandlung müssen dem diagnostischen Labor auf dem Probenbegleitschein mitgeteilt werden. Das ist erforderlich, damit das Fixativ und die anschließende laborspezifische Weiterverarbeitung (Anreicherung, Färbung, Antigennachweis, molekularbiologischer Nachweis) aufeinander abgestimmt werden. Der abschließende Befund sollte möglichst einen Hinweis auf die Konzentration der Parasiten (gering, mittel, hoch) enthalten.

Blut

Für die meisten Untersuchungen sind 3–5 ml EDTA-Blut bzw. 2–3 ml Serum ausreichend. Der Transport sollte schnell und ungekühlt erfolgen.

Untersuchungsmethoden

Verfahren zur Untersuchung und Differenzierung von Parasiten sind die Mikroskopie, die Antikörper- und Antigendiagnostik durch ELISA, Immunfluoreszenztest (IFT), Immunochromatographietest (ICT), Western Blot (WB), Immunoblot (IB) und molekularbiologische Untersuchungen vermittels der Polymerase chain reaction (PCR).

Zu den einzelnen Verfahren siehe Kapitel 52 – Ausgewählte Techniken der Laboratoriumsmedizin.

44.3 Infektionen mit Darmprotozoen

Zum Nachweis von Protozoen (Einzellern) im Stuhl stehen dem Labor verschiedene Methoden zur Verfügung: Mikroskopie, der indirekte Nachweis von Parasitenantigenen (Koproantigennachweis) und der molekularbiologische Nachweis (PCR). Für die Untersuchung sind gezielt weiche, blutige, schleimige oder eitrige Stuhlanteile an mehreren Stellen zu entnehmen. Besteht der Verdacht auf eine durch Protozoen ausgelöste Durchfallerkrankung und der Patient scheidet flüssigen Stuhl aus, muss der native Stuhl direkt nach dem Absetzten oder maximal 30 min danach dem Labor vorliegen. Das ist notwendig damit bewegliche Stadien der vegetativen Formen (Trophozoiten) noch erkennbar sind (Magnaformen von E. histolytica, Trophozoiten von Giardia lamblia). Sollte diese Voraussetzung nicht zu erfüllen sein, dann können zumindest die Morphologie der Trophozoiten und die parasitären Antigene durch ein geeignetes Fixativ konservieret werden. Trophozoiten können dann nach spezifischer Färbung (z.B. Giemsa-Färbung) anhand ihrer spezifischen Organellen zugeordnet werden.

44.3.1 Amöbiasis

Als Amöbiasis wird eine Infektion mit der human pathogenen Amöbenart Entamoeba histolytica bezeichnet. Die Übertragung erfolgt fäkal-oral und führt zu einer Besiedelung des Dickdarmes, wo sich die Trophozoiten durch Zweiteilung vermehren und nach Enzystierung als reife, Infektions fähige Zysten (10–16 μm) mit dem Stuhl in die Umwelt abgegeben werden. Etwa 90 % der Infektionen verlaufen asymptomatisch. In 10 % der Fälle entwickelt sich eine invasive Verlaufsform, die auf der Fähigkeit von E. histolytica beruht, unter bestimmten Umständen mittels lytischer Komponenten Zellen abzutöten. Das führt zu ausgedehnte Gewebeläsionen, insbesondere im Darm und in der Leber wofür die großen, Hämatophagen und artspezifischen Trophozoiten (sogenannte Magnaformen) verantwortlich sind. Andere Entamoeben wie E. dispar und E. moshkovskii , die in der zystischen Form morphologisch identisch mit E. histolytica sind und die etwas größere Art E. coli, besitzen keine invasive Fähigkeit und gelten als apathogene Darmbewohner. Ihr Nachweis ist nicht Therapie bedürftig.

Epidemiologie

Die genaue Epidemiologie von durch E. histolytica, E. dispar und E. moshkovskii ausgelösten Parasitosen ist nicht geklärt, da nur wenige Studien anerkannte Methoden zur Differenzierung der Arten eingesetzt haben /3/. Es wird jedoch angenommen, dass das Verhältnis von der Träger von E. histolytica zu E. dispar bei etwa 1 : 10 liegt /4/. Die WHO schätzt, dass ca. 500 Mio. Menschen sich jährlich infizieren, wobei die höchste Morbidität und Mortalität aus Zentral- und Südamerika, Afrika und Indien gemeldet wird /5/.

In Deutschland wird die Amöbiasis eher seltenen diagnostiziert und stellt im Wesentlichen eine importierte Infektionen dar. Nur wenig Reisende erkranken nach Rückkehr an einer invasiven Form /6/. Eine besondere Gefährdung stellen asymptomatische Träger dar, welche monate- bis jahrelang den Erreger ausscheiden können.

Ob und wann sich aus dem Trägerstadium eine invasive Verlaufsform entwickelt, lässt sich nicht vorhersagen. Die mittlere Latenzzeit für die Entwicklung eines Abszesses Leber durch Amöben beträgt 3–5 Monate /7/.

Inkubationszeit

Sehr variabel (Tage, Monate bis Jahre)

44.3.1.1 Klinische Symptomatik

Amöbencolitis, Amöbenruhr: Bauchschmerzen und blutig-schleimige Durchfälle; bei schwerer Verlaufsform Entzündungen im Rektum, Fieber, Schüttelfrost, eventuell Darmperforation. Differentialdiagnostisch unbedingt abzuklären bei Durchfällen nach Auslandsaufenthalt, welche mehr als drei Wochen anhalten.

Leberabszess durch Amöben: Es handelt sich um eine schwerwiegende Erkrankung mit fieberhaften Oberbauchbeschwerden und teils ausgedehnten Nekroseherden mit anschließender Abszessbildung.

Meldepflicht

Die Infektion ist nicht meldepflichtig aber es existiert eine inoffizielle Meldestelle am Bernhard Nocht Institut, Hamburg.

44.3.1.2 Labordiagnostik

Der Untersuchungsgang im Labor richtet sich nach der klinischen Symptomatik und dem eingesandten Untersuchungsmaterial. Vor der Materialentnahme sollte der Einsender, insbesondere bei klinischem Verdacht auf eine invasive Form, Rücksprache mit einem tropenmedizinisch erfahrenen Labor nehmen.

Siehe Tab. 44-1 – Laboruntersuchungen zum Nachweis einer Infektion mit Entamoeba histolytica.

Mikroskopische Stuhldiagnostik

Diese Methode ist anspruchsvoll und erfordert erfahrenes Laborpersonal. Ihre Nachweisempfindlichkeit im Vergleich zur PCR wird mit etwa 60 % angegeben (Nachweis von Zysten) /7/. Nur der Nachweis von hämatophagen Trophozoiten (Magnaformen) gilt als ausreichend sicher für die Diagnose einer E. histolytica-Infektion.

Antigennachweis

Antigennachweise haben die Diagnostik vereinfacht, da kein körperwarmer Stuhl erforderlich ist. Die verfügbaren Immunoassays (ELISA, IFT, ICT) weisen entweder nur gattungsspezifische Entamoeba-Antigene oder aber E. histolytica-spezifische Proteine nach. Die Speziesspezifität muss vom Hersteller ausdrücklich garantiert sein. Für diese Untersuchungen wird meist frischer, nativer Stuhl und eine Lagerung bei Kühlschranktemperatur gefordert.

Molekularbiologie (PCR)

Molekularbiologische Methoden haben die höchste diagnostische Sensitivität und Spezifität aller Verfahren /8/. Der Einsatz wird bei begründetem Verdacht auf eine Darminfektion und negativem mikroskopischen Befund oder zur Speziesdifferenzierung bei positivem mikroskopischem Stuhlbefund empfohlen. Die PCR dient außerdem der Überprüfung des Therapieerfolges und ist das einzig sinnvolle Verfahren zur Untersuchung von Punktions- bzw. Abszessmaterial und von Bioptaten.

Antikörpernachweis

Für die serologische Diagnostik stehen der Immunfluoreszenz-Test (IFT), der ELISA, der indirekte Hämagglutinations-Test (IHAT) und die der direkte Agglutinations-Test (DA) zur Verfügung. Ihre diagnostische Sensitivität kann in der Frühphase der Erkrankung, d.h. bei ersten Symptomen eines Leberabszesses, variieren. Als Test mit der höchsten Sensitivität und Spezifität gilt der IFT, es ist aber ratsam, zwei verschiedene Immunoassays zu kombinieren.

Bei invasiver E. histolytica-Infektion und längerer Krankheitsdauer werden immer spezifische Antikörper in erhöhter bis hoher Konzentration nachgewiesen (Sensitivität 3–100 %) /4/. Bei klinischem Verdacht auf einen Leberabszess und kurzer Krankheitsdauer müssen negative bzw. grenzwertige serologische Testergebnis im Abstand von 10 Tagen kontrolliert werden.

Antikörper in persistierend niedriger Konzentration können eine ausschließlich intestinale Besiedelung anzeigen oder bei Personen auftreten, die in endemischen Gebieten leben oder lange gelebt haben und von häufigen Reinfektionen betroffen sind.

44.3.2 Giardiasis (Lambliasis)

G. intestinalis (G. lamblia, G. duodenalis) ist der häufigste Darmprotozoe weltweit. Für den Menschen infektiös sind die Genotypen A und B, die auch bei Haustieren wie Hund, Katze und Kälbern isoliert wurden. Die zoonotische Bedeutung dieser Tierisolate scheint eher gering zu sein. Die Infektion erfolgt durch die Aufnahme der Zysten (8–12 μm). Die anschließende vegetative Vermehrung der birnenförmigen Trophozoiten (10–20 μm) findet im Dünndarm statt. Zysten, welche mit dem Stuhl ausgeschieden werden, sind direkt infektiös.

Epidemiologie

Der Erreger ist weltweit verbreitet und wird über kontaminiertes Trinkwasser oder rohe Nahrungsmittel aufgenommen. Daneben ist auch eine Mensch-zu Mensch Übertragung möglich, wie Kleinepidemien in Heimen und unter männlichen Homosexuellen belegen. In Deutschland werden jährlich ca. 3.700 Fälle gemeldet, die zu etwa 50 % im Inland erworben sind. Als Risikofaktor gilt der Verzehr von Rohkost, bestehende Immunsuppression und männliches Geschlecht /9/.

Inkubationszeit

3 Tage bis 3 Wochen, durchschnittlich 7 Tage

44.3.2.1 Klinische Symptomatik

Eine Infektion mit G. lamblia führt beim Menschen zu unterschiedlich ausgeprägten Krankheitserscheinungen. Parasitenträger können völlig asymptomatisch sein, akute, selbstlimitierende Infektionen zeigen oder chronische Infektionen mit wechselnden Zuständen. Die anfangs explosionsartigen, wässrigen, faulig riechenden Durchfälle sind ohne Blut- oder Schleimbeimischung. Später entwickeln sich Blähungen mit Oberbauchbeschwerden und der gelblich gefärbte, ev. fettige Stuhl kann geformt sein. Symptomatische Infektionen treten häufiger bei immunkomprimierten Personen, besonders solchen mit IgA-Mangel, auf. Bei chronisch Infizierten sind Malabsorptionen mit Gewichtsverlust möglich.

Meldepflicht

Dem Gesundheitsamt wird gemäß § 7 Abs. 1 Nr. 16 IfSG der direkte oder indirekte Nachweis von Giardia lamblia, soweit er auf eine akute Infektion hinweist, namentlich gemeldet.

Untersuchungsmaterial

Stuhl, bei chronischer Infektion Duodenalflüssigkeit (5–10 ml).

G. lamblia wird sehr unregelmäßig ausgeschieden. Zum Ausschluss einer Giardiasis müssen mindesten 3 Stuhlproben von unterschiedlichen Tagen untersucht werden.

44.3.2.2 Labordiagnostik

Mikroskopie

Bei akut wässrigem Durchfall lassen sich gegebenenfalls freibewegliche, vegetative Formen (Trophozoiten) im Nativpräparat innerhalb der ersten 30 Minuten nach Absetzen des Stuhles darstellen (Phasenkontrast oder Interferenzmikroskopie). Lässt sich das Nativmaterial (Stuhl oder Duodenalsaft) nicht innerhalb der vorgeschriebenen Zeit mikroskopieren, muss das Material direkt nach der Abnahme fixiert werden. Als bestes Fixativ für Trophozoiten gilt die SAF-Lösung, da der Natriumacetat-Anteil Lamblien-Trophozoiten besser konserviert und die Morphologie auch nach Anreicherung erhalten bleibt. In geformtem oder festem Stuhl finden sich nach Anreicherung hauptsächlich Zysten.

Antigennachweis

Die Immunoassays (ELISA, IFT,) basieren meist auf dem Nachweis von Zystenantigen. Die einzelnen Assays sind unterschiedlich konzipiert. Um die vom Hersteller garantierte Sensitivität zu erreichen, muss unbedingt die vorgeschriebene Lagerungsart und Lagerungsdauer beachtet werden, da nur wenige Produkte darüber hinaus einen Nachweis erlauben. Im Gegensatz zur Mikroskopie, die eine quantitative Bestimmung der Erreger zulässt, kann aus der Intensität der Immunreaktion nicht auf die Dichte der Erreger im Untersuchungsmaterial geschlossen werden. Eine positive Reaktion kann auch noch nach Abschluss der Therapie vorhanden sein, wenn mikroskopisch keine Erreger mehr nachweisbar sind.

Siehe Tab. 44-2 – Ergebnisse von zwei verschiedenen kommerziellen Assays zum Nachweis von Lamblien-Antigen in Abhängigkeit von Lagerung und Vorbehandlung der Stuhlprobe.

Molekularbiologische Methoden

Die PCR, hauptsächlich als in Haus Test durchgeführt, steht als sensitivste und spezifischste Methode zur Verfügung. Molekular biologische Methoden bieten außerdem die Möglichkeit zur Aufklärung der Infektkette bei Dauerausscheidern und Gruppeninfektionen. Auch bei klinischem Verdacht auf eine echte Therapieresistenz kann die Bestimmung der genetischen Sequenz in Speziallaboratorien hilfreich sein.

Antikörpernachweis

Der Nachweis von spezifischen Antikörpern gegen G. intestinalis hat sich auf Grund der hohen Durchseuchungsrate nicht bewährt ist für die Diagnostik einer akuten Durchfallerkrankung nicht von Nutzen.

44.3.3 Andere Darmflagellaten

Bei mikroskopischer Untersuchung von Stuhlproben jeder Beschaffenheit finden sich auch andere Flagellaten, die nach derzeitigem Wissenstand als nicht humanpathogen gelten. Hierzu zählen z.B. Dientamoeba fragilis und Chilomastix mesnili. Welche Rolle sie spielen, wenn sie vermehrt oder als einzige Erreger in durchfälligem Stuhl vorkommen, ist noch nicht klar, eine Therapieindikation besteht nicht.

44.3.4 Kryptosporidiose

Kryptosporidien (Protozoa, Sporozoa), den Kokzidien zugeordnet, wurden im Jahr 1976 erstmals als humanpathogen beschrieben. Heute sind zwei Arten als humanpathogen identifiziert: Cryptosporidium hominis, welches von Mensch zu Mensch übertragen wird und Cryptosporidium parvum, welches zwischen Tier und Mensch parasitiert (Zoonose) /11/. Als Reservoir kommen viele Haus- und Nutztierarten in Frage. Die Erreger siedeln im Mikrovillussaum des oberen Dünndarms und bilden dort nach einer Vermehrungsphase Oozysten, welche die infektiöse Form darstellen und eine Größe von etwa 4 × 6 μm besitzen. Diese Form wird im durchfälligen Stuhl ausgeschieden.

Epidemiologie

Kryptosporidien sind weltweit verbreitet und werden hauptsächlich fäkal-oral übertragen. Daneben ist auch eine Transmission von Mensch zu Mensch möglich. Als Infektionsquelle ist bei verschiedenen Ausbrüchen nicht ausreichend gefiltertes Trinkwasser identifiziert worden /12/. Die Dauerformen (Oozysten) sind widerstandsfähig gegenüber allen Desinfektionsmitteln, auch gegen Chlor, und überleben monatelang in der Umwelt.

Inkubationszeit

1–14 Tage (im Mittel 7 Tage).

44.3.4.1 Klinische Symptomatik

Eine orale Infektion führt bei Personen mit einer Kompetenz des Immunsystems meist zu einem symptomlosen, kurzen, selbstlimitierenden, wässrigen Durchfall. Kinder im Alter von 6–24 Monaten erkranken besonders häufig im Vergleich zur Normalbevölkerung, die nur zu ca. 0,2 % Parasitenträger ist. Einen chronischen Verlauf nimmt die Infektion bei immundefizienten Personen und ist gefürchtet als opportunistische Infektion bei HIV-Infizierten. Hier fielen in der Prä-HAART-Ära schwere Diarrhoen und Erbrechen auf, die bei massiven Flüssigkeits- und Elektrolytverlusten oft einen lebensbedrohlichen Verlauf nahmen. Die chronische Kryptosporidiose ist eine AIDS definierende Erkrankung. In Deutschland werden ca. 1.000 Fälle von Kryptosporidiose pro Jahr gemeldet.

Meldepflicht

Dem Gesundheitsamt wird gemäß § 7 Abs. 1 Nr. 10 IfSG der direkte oder indirekte Nachweis von Cryptosporidium parvum, soweit er auf eine akute Infektion hinweist, namentlich gemeldet.

44.3.4.2 Labordiagnostik

Da die Ausscheidung der Oozysten intermittierend sein kann, sollten bei allen Methoden mindestens drei verschiedene Proben von unterschiedlichen Tagen untersucht werden.

Methode der Wahl ist der mikroskopische Nachweis von Oozysten im Stuhl nach einer modifizierten Ziehl-Neelsen-Färbung (z.B. Kinyoun-Färbung, Karbolfuchsin-Färbung nach Heine). Bei geringer Parasitendichte im Stuhlausstrichpräparat lassen sich die kleinen, rötlich gefärbten Zysten mit ihren Sporozoiten schlecht von Pilzsporen abgrenzen. Die Diagnose kann auch histologisch aus endoskopisch gewonnenen Gewebeproben gestellt werden. Differenzialdiagnostisch müssen die (größeren und unsporulierten) Zysten von Cyclospora cayetanensis ausgeschlossen werden.

Antigennachweis

Die Antigenteste basieren auf dem indirekte Nachweis von Oozysten (IFT) oder Oozysten-Antigenen (ELISA, NCT). Sie besitzen eine Sensitivität von 66–99 % /13/ und weisen durchschnittlich 50 bis 100 Oozysten/100 μl Stuhl nach.

Molekularbiologische Methoden

Sie haben die höchste Nachweisempfindlichkeit und ermöglichen als einziger Labortest eine Differenzierung zwischen C. parvum und C. hominis, was insbesondere bei Ausbrüchen von Bedeutung sein kann.

Antikörpernachweis

Nicht geeignet für die Akutdiagnostik, kann gegebenenfalls für epidemiologische Untersuchungen eingesetzt werden.

44.3.5 Weitere Kokkzidien

Isospora belli und Cyclospora cayetanensis sind weitere Kokzidienarten, die beim Menschen, besonders solchen mit Immundefekt, schwere, wässrige Durchfälle verursachen können. Die Erreger werden nach Anreicherung (hier wird mit dem Flotationsverfahren eine bessere Ausbeute als mit dem Sedimendationsverfahren erzielt) entweder direkt (I. belli) oder nach Färbung mit einer modifizierten Ziehl-Neelsen-Färbung (C. cayetanensis) nachgewiesen /14/.

44.3.6 Mikrosporidien

Mikrosporidien sind obligat intrazelluläre protozoische Parasiten, die zum Stamm Microsporidia gehören. Bislang sind 14 Spezies aus 8 Gattungen als humanpathogen bekannt. Mit Beginn der AIDS-Pandemie haben sie Bedeutung als opportunistische Erreger bei Patienten mit AIDS erlangt, können aber auch bei stark medikamentös immunsupprimierten Patienten oder nach Organtransplantation verschiedene Krankheitsbilder auslösen. Vereinzelt wird von selbstlimitierenden Durchfällen bei immunkompetenten Erwachsenen, Kindern und Reisenden berichtete.

Die Mikrosporidien Enterocytozoon bieneusi und Encephalitozoon intestinalis werden am häufigsten isoliert. Sie siedeln im Dünndarmepithel und verursachen chronische Durchfälle.

E. bieneusi scheint zu einem höheren Prozentsatz im Darm von immunkompetenten Bewohnern tropischer Länder vorzukommen.

Untersuchungsmaterial

Stuhl, nativ; eventuell Duodenalsaft (5–10 ml); bei Immunsuppression andere Körperflüssigkeiten.

44.3.6.1 Labordiagnostik

Zum Nachweis der sehr kleinen, parasitären Sporen (E. bieneusi 1,3 × 0,7 μm, E. intestinalis 1,7 × 1,0 – 1,1 μm) eignen sich mikroskopische Verfahren. Nach direkter Färbung (z.B. Trichromfärbung) kann es im Stuhlausstrich leicht zu Verwechslungen mit anderen opportunistischen Darmkeimen, speziell Pilzen, kommen. Ein spezifischeres Screening gelingt mittels IFT und monoklonalen Antikörpern) oder Molekular biologischen Methoden, die neben der Elektronenmikroskopie eine Artdiagnose erlauben. Die Artdiagnose ist wichtig für eine zielgerichtete Therapie /15, 16/.

44.4 Infektion mit Darmwürmern

Die mikroskopische Diagnose, insbesondere von Wurmeiern, basiert auf einer Größenbestimmung des Objektes mittels Mikrometer und lässt sich absichern durch Referenzmaterial oder Tafeln, welche sich am Arbeitsplatz befinden. Bei einigen Wurmarten lassen sich Eier nur sehr selten im Stuhl nachweisen, z.B. Taenien-Eier, Eier von Enterobius vermicularis.

44.4.1 Enterobiasis (Oxyuriasis)

Die Enterobiasis (Oxyuriasis, Madenwurmerkrankung) wird durch den kleinen Rundwurm Enterobius vermicularis (Madenwurm, Pfriemenschwanz, Kinderwurm) verursacht. Der Parasit lebt vorwiegend im unteren Dünndarm, Blinddarm und oberen Dickdarm. Die kurzlebigen Männchen sind nur 3–5 mm lang, die Weibchen 9–12 mm.

Die weißen bis weißlich gelben Weibchen werden gelegentlich mit dem Stuhl ausgeschieden, sind mit bloßem Auge zu erkennen und an ihrem spitz ausgezogenen Schwanzende zu identifizieren. Ein Weibchen kann bis zu 10.000 Eier im Perianalbereich ablegen. Der einzig bekannte Wirt neben dem Menschen ist der Schimpanse.

Epidemiologie

Der Madenwurm kommt weltweit vor mit einem Schwerpunkt in kühlen und gemäßigten Klimazonen. Die höchste Prävalenz wird bei Kindern im Alter von 5–10 Jahren unabhängig vom Sozialstatus beobachtet /17/. Besonders häufig finden Ping-Pong-Infektionen innerhalb eines Familienverbandes oder bei eng zusammenlebenden Gruppenmitgliedern (Kindergarten, Schule, Internat) statt.

Der Hauptübertragungsweg läuft über Anus-Hand-Mund. Die von den Weibchen im Perianalbereich abgelegten, dort bereits embryonierten Eier erhalten den Infektionszyklus aufrecht. Als weitere Infektionsmöglichkeit wird die Staubinhalation oder Ingestation von embryonierten Eiern angenommen, wobei sich geschlossene Räume und gute Wohnverhältnisse begünstigend auswirken. Eine Übertragung über Wasser oder kontaminierte Lebensmittel kann wegen der geringen Widerstandsfähigkeit der Eier nahezu, eine Übertragung durch Haus- oder Nutztiere generell ausgeschlossen werden. Selbstinfektionen werden postuliert.

44.4.1.1 Klinische Symptomatik

Die Enterobiasis ist eine in der Regel harmlose und selbst limitierende Infektion. Viele Infizierte sind asymptomatische Parasitenträger. Als häufigstes klinisches Symptom tritt analer Pruritus auf (häufiger von Kindern und von Frauen berichtet), im Kinder- und Jugendalter kann sich bei Mädchen eine Vulvovaginitis entwickeln. Bei starken Infektionen werden abdominelle Schmerzen, Durchfälle und Tenesmen berichtet. Persistierende Infektionen oder Reinfektionen sind bei einzelnen Personen trotz maximaler Hygiene und mehrmaligen Therapiezyklen immer wieder zu beobachten. Hier kann die psychische Belastung durch übertriebene Hygienemaßnahmen zu stärkeren Krankheitssymptomen als die Wurminfektion selbst führen. Bei rein intestinaler Form meist keine Eosinophilie.

Meldepflicht

Keine

Untersuchungsmaterial

Die Ausscheidung von Enterobius Eiern mit dem Stuhl erfolgt sehr selten. Sie sind deshalb mit den üblichen Nachweismethoden nicht zu erfassen. Das diagnostische Mittel der Wahl stellt das Analabklatschpräparat dar. Hierfür wird ein Klarsichtklebestreifen direkt nach dem Aufwachen mehrmals auf die Perianalhaut aufgedrückt und anschließend mit der Klebeseite auf einen Objektträger aufgebracht. Dieser Vorgang ist an mindestens drei Tagen hintereinander, bei begründetem Verdacht an bis zu 7 Tagen in Folge durchzuführen um die Sensitivität zu erhöhen /18/.

44.4.1.2 Labordiagnostik

Mikroskopie

Die Eier sind bei 100 facher Vergrößerung an ihrer typischen Struktur gut zu erkennen. Patienten sollen außerdem auf abgehende weibliche Würmer achten und diese unbedingt zur Untersuchung vorlegen. Bei positivem mikroskopischen Befund auf Wurmeier oder Würmer sind alle Familienmitglieder oder Kontaktpersonen ebenfalls zu untersuchen um asymptomatische Träger zu erfassen und simultan zu behandeln.

Antikörpernachweis

Nicht sinnvoll.

44.4.2 Andere Darmnematoden

Der Peitschenwurm Trichuris trichiuria, Hakenwürmer und Ascaris lumbricoides sind die weltweit am häufigsten diagnostizierten Darmnematoden. Das Vorkommen von Peitschen- und Hakenwürmern ist hauptsächlich auf wärmere Klimazonen beschränkt, wo durch Kontakt mit stark fäkal kontaminierten Böden die Voraussetzungen für den obligaten Infektionszyklus (Reifung der Larven im Ei bzw. Entwicklung von freien Larven in feucht-warmer Umwelt) gegeben sind.

Eine hohe Prävalenz findet sich bei Kindern. Importierte Infektionen stellen keine Gefährdung für Kontaktpersonen oder Gemeinschaften dar, solange der Stuhl nicht in eine die Weiterentwicklung begünstigende Umwelt gelangt. Peitschen- und Hakenwurminfektionen werden beide mittels Einachweis im Stuhl diagnostiziert.

44.4.2.1 Askariasis

Der menschliche Spulwurm, Ascaris lumbricoides, ist der größte Darmwurm des Menschen und hat eine Lebensdauer von 1–2 Jahren. Die Weibchen (20–25 cm), die täglich bis zu 200.000 Eier ausscheiden und die kleineren Männchen (15–30 cm) haben eine relativ starre Oberfläche und sind gelblich bis rötlich gefärbt. Der Mensch als einziger Wirt infiziert sich durch oral aufgenommene Eier, in denen sich bereits eine infektiöse Larve befindet.

Die Larvenreifung erfordert eine Entwicklungsphase in der Außenwelt von mindestens zwei, unter mitteleuropäischen Klimabedingungen drei bis sechs Wochen. Die Larve ist infektiös und durchläuft anschließend während ihrer Migrationsphase durch Magen, Darm, Leber und Lunge einen Reifungsprozess, bis sich das vierte Larvenstadium im Darm zum geschlechtsreifen, erwachsenen Wurm entwickelt und die Eiausscheidung beginnen kann. Diese Phase der sogenannten Präpatenz dauert 2–2,5 Monate.

Epidemiologie

Ascaris lumbricoides ist weltweit verbreitet. Die Infektion erfolgt oral entweder durch Aufnahme von kontaminiertem Boden (besonders Kinder) oder kontaminierte Lebensmittel. Die Eier sind bei gemäßigten Temperaturen sehr widerstandsfähig und können jahrelang infektiös bleiben. Ein Ei-ausscheidender Spulwurmträger stellt für seine Umwelt keine Infektionsgefahr dar, solange die Fäkalien über eine geschlossene Kanalisation entsorgt werden. Eine Infektion mit dem Schweinespulwurm (A. suum) ist selten.

Inkubationszeit

Ca. 10–14 Tage

44.4.2.1.1 Klinische Symptomatik

Die Krankheitserscheinungen sind abhängig von der Infektionsdosis und der Entwicklungsphase des Wurmes.

Intestinale Infektion: Bei leichter Infektion asymptomatisch, bei stärkerer Infektion leichte bis kolikartige abdominelle Schmerzen. Ernsthafte Komplikationen können durch mechanische Obstruktion (Ileus) oder durch Einwanderung in Gallen-oder Pankreasgänge auftreten. Adulte Würmer besitzen eine ausgeprägte Tendenz zur Wanderung.

Migrationsphase: Erfolgt etwa zwei Wochen nach Infektion (pulmonale Askariasis, Löffler-Syndrom). Es besteht eine Bluteosinophilie.

Hypersensitivität: Oft in Form einer Urticaria, meist am Ende der Lungenwanderung, die Bluteosinophilie ist hoch.

44.4.2.1.2 Labordiagnostik

Asymptomatisch Infizierte können durch den spontanen Abgang eines einzelnen, jungen oder ausgereiften Wurmes überrascht werden. Bei diesen Personen finden sich selten Eier im Stuhl. Bei stärkerer Infektion basiert die Diagnose auf dem mikroskopischen Nachweis der typischen Eier im Stuhl.

Serologie

Auch wenn sich spezifische Antikörper nach Infektion messen lassen (IgG₁, IgG₄), spielt die Serologie (IFT, ELISA) bei der Individualdiagnose keine Rolle. Bei Personen mit geringer Parasitenlast werden während der intestinalen Phasen selten Antikörper nachgewiesen. Viele der kommerziellen Assays verwenden keine artspezifischen Antigene, so dass ein hohes Maß an Kreuzreaktionen mit anderen Wurmarten zu erwarten ist /19, 20/.

44.4.3 Infektion mit Trematoden

Immigranten aus Asien und seltener Touristen bringen vereinzelt Infektionen mit kleinen Leberegeln mit (Clonorchiasis, Opisthorchiasis), die auch als sogenannte Fish-borne parasitic zoonoses bezeichnet werden. Die Schistosomiasis (Darm- bzw. Blasenbilharziose) dagegen ist auch für Touristen eine Gefahr, die nur kurzzeitig in den Tropen, insbesondere in Afrika, Urlaub machen.

44.4.3.1 Bilharziose, Schistosomiasis

Die Schistosomiasis oder Bilharziose (nach Theodor Bilharz, der 1851 den Erreger entdeckte) ist eine der bedeutendste Wurminfektionen und eine der wichtigsten Tropenerkrankungen. Etwa 250 Mio. Menschen weltweit gelten als mit Schistosomen infiziert. Die Erkrankung wird durch Saugwürmer der Familie Schistosomatidae hervorgerufen, deren Vorkommen an ihre jeweiligen Zwischenwirte (Süßwasserschnecken) gebunden ist.

Die Infektion erfolgt im Süßwasser über Larvenstadien, die Zerkarien (0,3 bis 0,6 mm). Sie dringen durch die intakte Haut ein, erreichen über das Lymphsystem den venösen Kreislauf um dann nach Passage der Lungenkapillaren in die Leber zu gelangen. Hier entwickeln sie sich zu geschlechtsreifen, erwachsenen Würmern (1–2 cm), die als Pärchenegel in die Venen des Darmes (Darmbilharziose) oder des kleinen Beckens (Blasenbilharziose) wandern. Je nach Schistosomenart produzieren die Weibchen dann 300–3.000 Eier pro Tag. Das mittlere Alter der erwachsenen Würmer liegt unbehandelt zwischen 5–10 Jahren, eine Lebensdauer von über 30 Jahren konnte dokumentiert werden /21/. Die Zeitspanne zwischen einer Zerkarieninfektion und dem Beginn der Eiausscheidung (Präpatenz) ist variabel und beträgt bei S. haematobium mindestens 2,5 Monate, bei S. mansoni mindestens 1,5 Monate und bei S. japonicum mindestens einen Monat. Die Eier, welche über Stuhl oder Urin in die Außenwelt gelangen, sind nur für den Zwischenwirt (Schnecke) infektiös.

Schistosomiasis des Urins

Häufig haben die Patienten eine über Monate gehende Anamnese. Sie berichten über eine Hämaturie, nicht aber über Fieber, Flankenschmerz oder Dysurie. Die Laborbefunde sind: Eine normale Funktion der Nieren, Eosinophilie (meist von mehreren Tausend/μl), eine hohe Konzentration von IgE (meist von mehreren Tausend IU/ml). Die Urinbefunde weisen eine Hämaturie und Pyurie auf, die Urinkultur auf Bakterien ist negativ. Mikroskopisch sichtbar sind ovalartige Parasiteneier mit einem terminalen Sporn, ein Befund der vereinbar ist mit Schistosoma hematobium /56/.

Epidemiologie

Die wichtigsten humanpathogenen Arten und ihre Verbreitung sind:

• S. haematobium: Afrika, Naher Osten (Erreger der Blasenbilharziose).
• S. mansoni: Afrika, Subsahara, Saudi-Arabien, Jemen, Südamerika und vereinzelt Karibik (Erreger der Darmbilharziose).
• S. intercalatum: Zentralafrika (Erreger der Darmbilharziose).
• S. japonicum: China, Philippinen, Japan (Erreger der Darmbilharziose).
• S. mekongi: Laos, Kambodscha, Thailand (Erreger der Darmbilharziose).

Inkubationszeit

Zerkariendermatitis 4–48 h, Katayamafieber 4–6 Wochen, chronische Infektion Monate bis Jahre.

Meldepflicht

Keine

44.4.3.1.1 Klinische Symptomatik

Das klassische klinische Bild einer Schistosomiasis wird in 3 Stadien eingeteilt:

1. Zerkariendermatitis. Meist nach wiederholter Exposition: Pruritus, Erythem, makulo-papulöses Exanthem.

2. Katayamafieber: Akut fieberhafte Allgemeinerkrankung zu Beginn der Eiablage 2–12 Wochen nach Infektion, kann mehrere Wochen anhalten. Erfolgt meist bei nicht immunen Personen. Es kommt zur Bildung von Immunkomplexen. Klinische Symptome sind Schüttelfrost, Kopfschmerz, Husten, Urtikaria.

3. Chronisch granulomatöse Entzündung als Folge der Immunreaktion gegen Eiantigene: Leberfibrose, portale Hypertension, Obstruktionen im Urogenitalbereich und der portalen und pulmonalen Zirkulation.

Die Symptome können sich bei Reiserückkehrern anders manifestieren als bei Patienten aus Endemiegebieten.

44.4.3.1.2 Labordiagnostik

Besteht ein begründeter Verdacht auf eine zurückliegende Exposition, dann sind labordiagnostische Untersuchungen frühestens 2–3 Wochen nach möglicher Infektion (Serologie) bzw. erst nach Ablauf der Präpatenz (über 6 Wochen, Ei-Nachweis) sinnvoll. Die Diagnostik erfolgt stufenweise (Tab. 44-3 – Laboruntersuchungen zum Nachweis einer Infektion mit Schistosoma spp. im Sinne einer Stufendiagnostik). Eine Bluteosinophilie kann wegweisend sein, ist als Screeningmethode jedoch nicht ausreichend spezifisch.

Bei positiver Serologie wird versucht, die Infektion über den mikroskopischen Nachweis von Eiern im Stuhl oder Urin zu sichern. Als Anreicherungsverfahren eignet sich die Sedimentationstechnik besser als das Flotationsverfahren. Die mikroskopische Diagnostik ist die sicherste Methode für eine Artbestimmung. Anhand von Eiern aus unfixiertem Untersuchungsmaterial kann außerdem die Vitalität der Larve (Mirazidium) bestimmt werden, was einen Rückschluss auf den Zustand der Infektion erlaubt.

Antikörpernachweis: Die Untersuchung sollte frühestens 2, besser 4 Wochen nach dem möglichen Infektionszeitpunkt durchgeführt werden. Zur Antikörperbestimmung sind alle Tests geeignet, für die eine ausreichende Sensitivität während der Frühphase einer Infektion dokumentiert ist. Die Teste basieren auf der Verwendung von S. mansoni-Antigen, eine serologische Differenzierung der Schistosoma-Spezies ist damit nicht möglich. In der Frühphase der Infektion dominieren Antikörper der IgM-, später der IgG-Klasse. Bei nicht immunen, erstinfizierten Reisenden lassen sich nach Exposition im IFT IgG- oder -IgM-Antikörper (Fokalfluoreszenz, Gut-associated antigens [GAA] von S. mansoni) früher nachweisen als im IHAT und ELISA (Adult-Antigen, Ei-Antigen) nachweisen. Kreuzreaktionen mit anderen Helminthen sind möglich, insbesondere mit anderen Trematoden. Die Kombination von zwei verschiedenen Untersuchungsverfahren bringt den besten Erfolg /22/.

Die Antikörperkonzentration ist meist niedrig nach Erstinfektion (geringe Infektionsdosis), insbesondere wenn nach Ablauf der Präpatenz, wie häufig bei Reiserückkehren der Fall, keine Eier ausgeschieden werden /23/ oder bei Personen aus Endemiegebieten mit chronischer Infektion (und Eiausscheidung).

Die Serologie ist nicht geeignet zur Therapiekontrolle, da spezifische Antikörper noch viele Jahre nach Therapie persistieren können. Nur bei positivem Einachweis besteht die Indikation für eine wiederholte Therapie. Serologische Aktivitätsmarker für eine bestehende bzw. ausgeheilte Infektion sind nicht verfügbar.

Teste zum Ei-Antigennachweis und molekularbiologische Methoden stehen in Speziallaboratorien zur Verfügung, haben aber in der Individualdiagnostik keine große Bedeutung erlangt. Eine PCR aus EDTA-Blut für die frühzeitige Diagnose bei Katayamafieber wurde in Spezialzentren erprobt /24/.

Die Laborergebnisse sind folgendermaßen zu bewerten:

• Ein negativer Screeningtest (bei Erstinfektion und nach Ablauf der Präpatenz) macht eine Infektion nicht wahrscheinlich.
• Ein positiver Screeningtest, besonders nach Erstinfektion und ohne Therapie, macht eine Infektion wahrscheinlich.
• Eine Infektion ist gesichert durch den Nachweis von spezifischen Antikörpern und vitalen Eiern.

44.4.4 Bandwürmer

Bandwürmer scheiden ihre Eier entweder mittels ganzer Bandwurmglieder (Proglottiden) aus, die von den betroffenen Patienten im Stuhl beobachtet werden können oder geben diese direkt in den Stuhl ab, z.B. Diphyllobothrium spp., Hymenolepis nana. Bei Verdacht auf Bandwurmbefall, insbesondere Taenien, ist auf abgehende Bandwurmglieder (Proglottiden) zu achten. Endständige, gravide Proglottiden werden für eine Differenzierung der humanpathogenen Taenienarten (T. solium, T. saginata) verwendet. Die Eier der verschiedenen Taenien-Arten lassen sich morphologisch nicht unterscheiden.

44.5 Parasiten im Gewebe

Die wesentlichen Gruppen von Parasiten in den Geweben sind die Wurmlarven und die Hämato-Gewebsparasiten.

44.5.1 Wurmlarven

Die Parasitosen durch Wurmlarven sind weltweit verbreitete Erkrankungen. Der Mensch fungiert als Endwirt oder Zwischenwirt.

44.5.1.1 Echinokokkose

Taenien der Gattung Echinococcus sind die Erreger der menschlichen Echinokokkose.

Als zystische Echinokokkose (Hundebandwurm-Erkrankung) wird die durch E. granulosus verursachte Erkrankung bezeichnet.

Die alveoläre Echinokokkose (Fuchsbandwurm-Erkrankung) wird durch E. multilocularis verursacht. Der Mensch fungiert in beiden Fällen als Zwischenwirt für die Parasitenlarve. Er infiziert sich oral über embryonierte Eier, die sich in der Umwelt oder im Kot der Fleischfresser befinden. Die Larve wächst hauptsächlich in der Leber heran, siedelt sich aber auch in der Lunge oder anderen Organen an.

Epidemiologie

Das Verbreitungsgebiet von E. multilocularis ist auf die nördliche Hemisphäre beschränkt (Endemiegebiete: Süddeutschland, Ostfrankreich, Nordschweiz, Westösterreich, Türkei, Russland, China, Nordamerika). E. granulosus ist eher kosmopolitisch. Aus Süd- und Osteuropa sowie dem Balkan, der Türkei und den Staaten der Russischen Föderation werden hohe Inzidenzen berichtet. Eine Artdifferenzierung ist insbesondere bei Patienten aus Gebieten, wo beide Arten koendemisch sind (Türkei, China, Russland) von besonderer Bedeutung.

In Deutschland ist E. multilocularis endemisch mit wenigen kleinen Herden, die zystische Echinokokkose wird in der Regel von Personen aus dem mediterranen Raum importiert /25/.

Inkubationszeit

Monate bis Jahre.

44.5.1.1.1 Klinische Symptomatik

Die beiden Arten zeigen ein sehr unterschiedliches Wachstum und damit verschiedene Krankheitsbilder. Während die Larve von E. multilocularis tumorartig in die befallenen Organen hineinwächst (zu ca. 97 % die Leber) und ohne Behandlung zum Tode des Patienten führen kann, findet die Vermehrung der Larven von E. granulosus innerhalb einer nach außen begrenzten Zyste statt und kann als gutartig bezeichnet werden (ca. 70 % in der Leber, ca. 20 % in der Lunge).

In der Frühphase ist die Erkrankung meist symptomlos und die Diagnose erfolgt zufällig bei einer Sonografie oder im Rahmen von Screeninguntersuchungen.

Später können bei alveolärer Echinokokkose abdominales Druckgefühl, Schmerzen, Übelkeit oder Fieber auftreten; bei zystischer Echinokokkose ist die häufigste Komplikation eine Zystenruptur. Besonders schwerwiegende Verläufe sind bei immunsupprimierten Patienten zu beobachten.

Eine periphere Bluteosinophilie liegt bei Echinokokkose-Patienten nicht vor.

Meldepflicht

Nach § 7 Abs. 3 Nr. 3 IfSG ist der direkte oder indirekte Nachweis von Echinococcus sp. nicht namentlich direkt an das Robert Koch-Institut zu melden.

Untersuchungsmaterial

Antikörpernachweis: 2–3 ml Serum.

Direkter Nachweis: Punktat, Zystenflüssigkeit, Resektat (möglichst nativ), für histologische Untersuchungen fixiert. Eine diagnostische Zystenpunktion darf erst nach vorangegangener Antikörperbestimmung erfolgen.

44.5.1.1.2 Labordiagnostik

Als diagnostische Kriterien werden der Nachweis spezifischer Antikörper, der histopathologische Nachweis von Echinokokkus-typischen Strukturen (Protoskolizes oder Häkchen in der Zystenflüssigkeit), Parasiten-DNA oder typische makroskopische Veränderungen im chirurgischen Resektat gefordert.

Antikörpernachweis

Die serologische Untersuchung wird im Sinne einer Stufendiagnostik durchgeführt. Testsysteme wie der IHAT, IFT und ELISA stehen als Screeningtests zur Verfügung. Sie verwenden meist Rohantigene von E. granulosus und sind nicht geeignet für eine Differenzierung der Arten (unbedingt Herstellerangaben beachten). Kreuzreaktionen bei Zystizerkose und Nematoden-Infektionen (Filarien, Ascaris, Strongyloides) sind möglich. Die Differenzierung kann mit ELISA-Tests versucht werden, die auf der Verwendung von hochgereinigten oder rekombinanten E. multilocularis-Antigenen (Em10, Em2, Em18) basieren /26/ oder vermittels eines Western Blots, der Larvenextrakt von E. multilocularis als Antigen verwendet.

Eine Differenzierung der Arten über serologische Verfahren gelingt mit einer Spezifität von 80–95 %, wenn eine hohe Konzentrationen an Genus-spezifischen Antikörpern vorliegt. Die Differenzierung ist dagegen schwierig bei niedriger oder grenzwertiger Konzentration wie sie z.B. bei nicht mehr vitaler E. granulosus-Zyste oder nach Therapie zu erwarten sind /27/. Antikörper können nach medikamentöser oder chirurgischer Therapie noch jahrelang auf niedrigem Niveau persistieren.

Ein positives serologisches Ergebnis erlaubt nur zusammen mit den klinischen Befunden die Diagnose einer Echinokokkose. Ein negatives serologisches Ergebnis kann, insbesondere bei bestehendem Herdnachweis, eine Echinokokkose nicht ausschließen. 5 % der Fälle einer E. multilocularis-Infektion und 20–40 % der E. granulosus-Infektionen sind seronegativ.

Mikroskopie

Der Nachweis von Echinokokkus-typischen Strukturen in Zystenflüssigkeit (Protoskolizes, Häkchen) oder histopathologisch (PAS-positive, laminäre Membran, Protoskolizes) sichert die Diagnose. Zu beachten ist, dass Protoskolizes von E. multilocularis im Fehlwirt Mensch nur sehr selten gebildet werden.

Molekularbiologischer Nachweis

Der Nachweis von Echinococcus-spezifischer DNA und mRNA aus soliden Materialien ist zwar möglich, bislang sind jedoch keine entsprechenden Verfahren validiert. Untersuchungen sollten in Speziallaboratorien (Konsiliarlabor) durchgeführt werden.

44.5.1.2 Zystizerkose

Bei einer Infektion mit dem Schweinefinnenbandwurm (Taenia solium) kann der Mensch sowohl als Endwirt wie auch Zwischenwirt fungieren. Nach Infektion schlüpfen die Larven (Onkosphären) im Darm und wandern über die Blutbahn in verschiedene Organe (Muskulatur, Zentralnervensystem, Augen), wo sie sich einzeln innerhalb einer zystischen Struktur absiedeln. Die Zystizerkose kommt vor allem in Südeuropa, Süd- und Zentralamerika, Afrika und Indien vor. Ein zerebraler, spinaler oder okulärer Befall kann zu schwerwiegenden Krankheitssymptomen führen (Krampfanfälle, Hirndruck, Visusverlust). Bei klinischem Verdacht auf Neurozystizerkose (bildgebende Verfahren) wird zuerst versucht, den Parasitenbefall mittels serologischer Verfahren zu bestätigen.

Untersuchungsmaterial

Serum, Liquor (1–2 ml)

44.5.1.2.1 Labordiagnostik

Antikörpernachweis

Eine Screeninguntersuchung kann mit Serum erfolgen. Ein positives IFT- oder ELISA-Ergebnis muss mittels Immunoblot spezifiziert werden (starke Kreuzreaktion mit Echinococcus spp.). Ein positiver Befund weist auf eine Infektion mit Larven von T. solium hin (evtl. auch in der Muskulatur) und kann nur im Zusammenhang mit einer entsprechenden zerebralen Raumfordernung im Sinne einer Neurozystizerkose interpretiert werden. Ein negatives serologisches Ergebnis findet sich in ca. 30 % der Fälle von Neurozystizerkose mit singulärer, meist nicht viabler Zyste.

Mikroskopie

In histologischen Schnittpräparaten aus OP-Material ist eine Differenzierung möglich.

44.5.1.3 Trichinellose

Die Trichinellose ist eine weltweit vorkommende Erkrankung. In Deutschland tritt sie als Gruppeninfektion sehr selten und als importierte Einzelinfektion selten auf, z.B. nach Verzehr von trichinösem Fleisch im Ausland. Als Erreger der menschlichen Trichinellose wird meist die Art Trichinella spiralis nachgewiesen. Als Infektionsquelle dient rohes oder ungenügend erhitztes Fleisch von infizierten Tieren (Schweine, Wildschweine, Pferde, Bären, Robben), welches nicht oder ungenügend vom Amtstierarzt auf Trichinen untersucht wurde. Die Zahl der mit dem Fleisch aufgenommenen Larven beeinflusst den Verlauf der Erkrankung, wobei angenommen wird, dass mehr als 70 Larven zur klinischen Erkrankung führen /28/.

Inkubationszeit

5–28 Tage.

44.5.1.3.1 Klinische Symptomatik

Bei geringer Infektionsdosis können die Symptome unspezifisch sein. Bei hoher Dosis sind die folgenden Symptome wegweisend:

• Frühe, akute Infektion (3–14 Tage nach Infektion): Intermittierendes hohes Fieber, gastrointestinale Symptome.
• Akute Infektion (9 Tage bis ca. 4 Wochen): Muskelschmerzen bei Bewegung, Gesichtsschwellung. Beschwerden beim Schlucken und Atmen; Komplikationen sind Myokarditis, Enzephalitis.
• Chronische Infektion: Rheuma-ähnliche Muskelschmerzen; Autoimmunreaktion.

Meldepflicht

Nach § 7 des Infektionsschutzgesetzes (IfSG) ist der direkte oder indirekte Nachweis von Trichinella spiralis durch den Leiter des diagnostizierenden Laboratoriums zu melden, soweit der Nachweis auf eine akute Infektion hinweist.

44.5.1.3.2 Labordiagnostik

Die labordiagnostische Bestätigung einer Infektion mit Trichinella erfolgt in erster Linie durch den Nachweis von Antikörpern. Ein gesicherter Fall von Trichinellose liegt vor bei Nachweis der Parasiten in der Muskelbiopsie (Mikroskopie, PCR) oder Nachweis spezifischer Antikörper in geeigneten Testverfahren mit oder ohne klinische Symptomatik.

Blutbild

Eosinophilie im peripheren Blut ab ca. 2 Wochen nach Infektion (bis zu 80 %); zum Teil erheblicher Anstieg der Creatinkinase im Serum.

Antikörpernachweis

Erst ab der Krankheitswoche 2–3 sinnvoll, da während der frühen Wanderungsphase noch keine Antikörper gebildet werden. Ein positives Ergebnis des IFT oder IHAT sollte mit einem ELISA oder Westernblot bestätigt werden /28, 29/. Der Nachweis einer akuten Infektion setzt einen signifikanten Anstieg der spezifischen Antikörper voraus. Die Antikörper können, je nach Testverfahren und individueller Immunantwort, Jahre auf niedrigem Niveau persistieren.

Mikroskopie

Ungefärbte Muskelbiopsien aus dem M. deltoideus, M. pectoralis (Quetschpräparat, Vergrößerung 40–80 ×) ab der 4. Krankheitswoche. Adulte Würmern oder Trichinenlarven im Stuhl finden sich sehr selten während der frühen Infektionsphase.

Molekularbiologie

Der Nachweis trichinenspezifischer DNA ist im Referenzlabor möglich und dient insbesonders der Bestimmung der Art bzw. Unterart.

44.5.1.4 Toxocariasis

Die als Larva migrans visceralis bekannte Erkrankung des Menschen wird durch Larven des Hundespulwurms (Toxocara canis), seltener durch die Larve des Katzenspulwurms (Toxocara cati) hervorgerufen. Die Erreger kommen weltweit vor mit einer höheren Prävalenz in Ländern mit niedrigem Hygienestatus, wo Haustiere nicht oder unregelmäßig entwurmt werden.

Besonders gefährdet sind Kinder (Geophagie) oder Personen mit häufigem Erdkontakt. Die mit dem Fleischfresserkot ausgeschiedenen Eier benötigen eine 2–3-wöchige Reifezeit in der Außenwelt, damit sich die infektiöse Larve entwickeln kann (keine direkte Infektion).

Die Larven schlüpfen im oberen Teil des Dünndarms und gelangen über den Blut- bzw. Lymphweg in die Leber, von wo sie sich über die Lunge in den ganzen Körper verteilen. Sie wandern dann in das umliegende Gewebe ein, wobei insbesondere die Leber und das ZNS (Larva migrans visceralis), seltener auch das Auge (Larva nigrans ocularis) betroffen sind /30/. Dabei können Blutungen im Gewebe und entzündliche Reaktionen entstehen. In Europa gelten 1–8 % der gesunden Bevölkerung als seropositiv.

Inkubationszeit

Tage bis Monate.

44.5.1.4.1 Klinische Symptomatik

In den meisten Fällen verläuft die Infektion asymptomatisch. Bei stärkerer Infektion oder individueller Disposition liegen unspezifische Symptome wie Abgeschlagenheit, Fieber, Husten, asthmatische Beschwerden oder urtikarielle Hautveränderungen vor. Symptome der okulären Form sind Endophthalmitis und Uveitis. Das Leitsymptom Eosinophilie bis Hypereosinophilie kann bei der okulären Form fehlen.

Meldepflicht

Keine.

Untersuchungsmaterial

Serum.

44.5.1.4.2 Labordiagnostik

Da sich beim Menschen keine adulten Würmer ausbilden und der Nachweis der Larven im Gewebe sehr schwierig ist, stellt die Serologie die sicherste diagnostische Methode dar. Anzuwenden sind wie der ELISA /31/ oder ein Immunoblot, da Kreuzreaktionen mit anderen Nemotoden (Ascaris, Trichella, Filaria, Strongyloides, eventuell auch Echinokokkus) möglich sind. Bei akuter, symptomatischer Infektion ist meist die Antikörperkonzentration im Serum höher als bei asymptomatischer Infektion. Entscheidend für die Einleitung einer Therapie sind der serologische Befund und eine entsprechende Klinik.

44.5.1.5 Strongyloidose

Die Erkrankung wird ausgelöst durch Zwergfadenwürmer der Gattung Strongyloides spp., von der die beiden Arten Strongyloides stercoralis und S. fuelleborni als humanpathogen bekannt sind. Der Erreger ist weltweit verbreitet mit hohen Durchseuchungsraten in tropischen und subtropischen Ländern, gewinnt aber auch zunehmend Bedeutung in der Reisemedizin /32/. Besonders bei älteren und immunsupprimierten Patienten ist auf eine Strongyloidose zu achten.

In wärmeren Klimazonen entwickeln sich infektiöse Larven im Erdboden, die durch die Haut penetrieren. In gemäßigten Klimazonen findet vorrangig eine Mensch-zu-Mensch Übertragung statt, wobei die infektiösen Larven mit dem Stuhl ausgeschieden werden (Schmierinfektion). Bei vorbestehender Infektion ist auch eine Autoinfektion möglich, die insbesondere bei Immunsupprimierten zu einer hohen Parasitenlast (Hyperinfektion) führen kann.

Inkubationszeit

Mehrere Wochen bis ein Jahr.

44.5.1.5.1 Klinische Symptomatik

Bei Immunkompetenz meist asymptomatische Infektion oder milde und unspezifische intestinale Symptome, eventuell vorübergehende Lungeninfiltrate (Löffler’s Syndrom) und unklare Eosinophilie /33/.

Bei immunsupprimierten Personen besteht möglicherweise eine Hyperinfektionssyndrom (Husten, Kurzatmigkeit, Fieber) mit einer Mortalitätsrate von bis zu über 80 %.

Meldepflicht

Keine.

Untersuchungsmaterial

Stuhl (nicht gekühlt), Serum.

44.5.1.5.2 Labordiagnostik

Antikörpernachweis und Stuhluntersuchungen sind parallel oder in Form einer Stufendiagnostik durchzuführen.

Antikörpernachweis

Als Immunoassays für Screeninguntersuchungen stehen ELISA, IFT und Westernblot mit Rohantigen zur Verfügung, die alle durch ein hohes Maß an Kreuzreaktionen mit anderen Helminthen (Filarien, Ascaris, Toxocara, Schistosoma, Echinococcus) eine eingeschränkte Spezifität aufweisen. Eine hohe Antikörperkonzentration macht eine Infektion wahrscheinlicher. Viel versprechend, aber für Routinelabors noch nicht verfügbar, ist die Entwicklung eines ELISA mit rekombinantem Strongyloides-Antigen, der eine spezifische Diagnose erlaubt und nach der Therapie einen signifikante Antikörperabfall erfasst /34/.

Stuhluntersuchung

Als Untersuchungsmethode eignen sich die Larvenauswanderungsverfahren. Bei klinischem Verdacht und schwacher Infektion (seropositiv) sind mindestens 6 Stuhlproben zu untersuchen.

Molekularbiologische Untersuchungen

Die PCR scheint eine höher Sensitivität als der mikroskopische Nachweis zu haben /35/.

44.5.2 Hämato-Gewebeparasiten

Bei den Hämato-Gewebsparasiten ist ein direkter Parasitennachweis im Blut möglich.

44.5.2.1 Toxoplasmose

Die Toxoplasmose stellt die bedeutendste parasitäre Zoonose in unseren Breitengraden dar. Der Erreger Toxoplasma gondii ist zwar die einzige Art im Genus Toxoplasma, aber es existieren mindestens drei verschiedene klonale Linien (Typ I–III), die sich durch unterschiedliche Virulenz auszeichnen.

In Europa wird zu 70–80 % der moderat virulente Typ II isoliert. Der einzellige Parasit besitzt eine geringe Wirtsspezifität und kann den Menschen und auch viele verschiedene Tierarten infizieren. Der Lebenszyklus von Toxoplasma umfasst sowohl die asexuelle Vermehrung im Zwischenwirt (Endstadium = Zysten im Gewebe) wie die sexuelle Reproduktion im Endwirt (Endstadium = Oozysten). Die Infektion des Menschen erfolgt oral durch Aufnahme von zystenhaltigem Gewebe (besonders rohes oder unzureichend erhitztes Fleisch) oder von Dauerstadien (sporulierte Oozysten) aus der Umwelt. In seltenen Fällen kommt es zu einer transplazentaren Infektion (konnatale Toxoplasmose).

Epidemiologie

Da die meisten Infektionen subklinisch verlaufen, lässt sich die Infektionsquelle (Fleisch, Oozyste) nur selten retrospektive ermitteln. Das Infektionsrisiko kann regional unterschiedlich sein. Klimatischen Faktoren, Hygienestandards, Essgewohnheiten und die Infektionsrate bei Tieren, die in die Nahrungsmittelkette gelangen sind bedeutsam.

In Deutschland lag die Durchseuchungsrate bei Schwangeren 1974 noch bei ca. 90 % während heute eine Rate von ca. 22 % angenommen wird. Auch aus anderen europäischen Ländern wird ein Rückgang der Prävalenz bei Schwangeren um mindestens 10 % innerhalb der letzten Dekade berichtet.

Inkubationszeit

1–3 Wochen.

44.5.2.1.1 Klinische Symptomatik

Bei immunkompetenten Personen verlaufen die meisten Infektionen asymptomatisch, nur etwa 15 % der Betroffenen entwickeln eine vorübergehende Lymphknoten-Toxoplasmose.

Schwere, disseminierte Verlaufsformen treten bei Personen mit Immunsuppression (AIDS, Transplantation, Tumorerkrankungen) nach Reaktivierung einer latenten Infektion auf und verlaufen ohne Therapie meist tödlich. Die in der Vor-HAART-Ära bei AIDS-Patienten gefürchtete zerebrale Toxoplasmose zeigt eine um 50–60 % rückläufige Inzidenz.

Eine konnatale Infektion entsteht in durchschnittlich 30 % der Fälle, wenn eine Schwangere sich erstmals mit dem Erreger infiziert. Intrauterin infizierte Neugeborenen zeigen bei der Geburt mehrheitlich eine asymptomatische Infektion, die klinisch schwere Form (Hydrocephalus, Chorioretinitis, kraniale Verkalkungen) wird in Europa nur in ca. 5 % der Fälle diagnostiziert /36/.

Die okuläre Toxoplasmose, in Deutschland meist resultierend aus einer subklinischen konnatalen Infektion, kann von Seheinschränkungen bis zur Erblindung führen.

Meldepflicht

Nach § 7 Abs. 3 IfSG nichtnamentliche Meldepflicht bei konnatalen Infektionen an das an das Robert-Koch-Institut.

Untersuchungsmaterial

Das Untersuchungsmaterial für eine gezielte Labordiagnostik richtet sich nach der klinischen Manifestation und dem Immunstatus des Patienten.

Siehe Tab. 44-4 – Entnahme von Untersuchungsmaterial bei klinischem Verdacht auf Toxoplasmose im Sinne einer Stufendiagnostik).

44.5.2.1.2 Labordiagnostik

Antikörpernachweis: Da Toxoplasmen wahrscheinlich lebenslang als intrazystische Stadien persistieren (latente Infektion), ist der Nachweis von spezifischen Antikörpern beweisend für eine Infektion. Kreuzreaktionen mit anderen Erregern sind nicht zu erwarten.

Als serologische Testsysteme stehen zahlreiche, kommerzielle Assays auf der Basis von Lysat- oder rekombinanten Antigenen zur Verfügung /37/, die spezifische IgG-Antikörper auf der Grundlage von internationalen Einheiten (IU/ml) quantifizieren. Trotz dieser Standardisierung fallen die Test spezifischen, quantitativen Endwerte so unterschiedlich aus, dass eine Verlaufskontrolle immer im selben Messsystem erfolgen muss.

Eine Screeninguntersuchung auf Toxoplasma Antikörper schließt die Bestimmung von spezifischen IgM- und IgG-Antikörpern ein. Der Nachweis von spezifischen IgM-Antikörpern kann entweder auf eine frische Infektion oder persistierende IgM-Antikörper hinweisen und erfordert eine weitere Abklärung (Tab. 44-5 – Ergebnisse der Antikörperbestimmung und Stadium der Toxoplasma-Infektion).

IgG-Antikörper mit hoher Avidität schließen bei Immunkompetenz eine akute Infektion aus. Der Nachweis von IgG-Antikörpern mit niedriger oder intermediärer Avidität erlaubt keine abschließende Beurteilung.

Kann bei Schwangeren auch nach Bestimmung spezifischer IgA-Antikörper ein Infektionszeitpunkt nicht weiter eingegrenzt werden, sind Verlaufskontrollen im Abstand von mindestens 2 Wochen erforderlich.

Eine hohe Antikörperkonzentration ist zu erwarten bei Personen mit Lymphadenitis, wohingegen subklinisch Infizierte (besonders Schwangere) nur mittlere bis geringe Antikörperwerte aufweisen.

Patienten mit reaktivierter Toxoplasmose, z.B. zerebraler Toxoplasmose, zeigen tendenziell höhere IgG-Titer (möglicherweise auch IgA-Titer) als Vergleichspersonen bei negativem IgM-Nachweis.

Das in Tab. 44-5 – Ergebnisse der Antikörperbestimmung und Stadium der Toxoplasma-Infektion aufgeführte Schema lässt sich nicht auf Personen mit Immunsuppression und Neugeborene mit konnataler Infektion anwenden.

Eine praenatale Infektion gilt als gesichert, wenn sich postnatal und 2–4 Wochen nach der Geburt im kindlichen Serum spezifische IgM- und/oder IgA-Antikörper befinden und/oder sich im vergleichenden IgG-Immunoblot gegenüber dem mütterlichen Serum mindestens eine zusätzliche Bande zeigt.

Als beweisend für eine konnatale Toxoplasmose gilt außerdem die Persistenz von spezifischen IgG-Antikörpern bis zum ersten Lebensjahr /38/.

Direkter Parasitennachweis

Eine in vivo Anzüchtung von Toxoplasmen in Labormäusen wird nur noch in Speziallaboratorien praktiziert. Der mikroskopische Nachweis von Tachyzoiten (akute Infektion) im Giemsa gefärbten Präparat gelingt nur bei hoher Parasitendichte infolge von Immunsuppression. Der histologische bzw. immunhistologische Nachweis des Erregers in Gewebe (ZNS, Plazenta, Nabelschnur) kann Hinweise auf den Zustand der Infektion geben.

Molekularbiologische Untersuchungen

Die PCR gilt als Mittel der Wahl für den Erregernachweis. Die Nachweisempfindlichkeit von in Haus oder kommerziellen Methoden liegt, je nach Untersuchungsmaterial, bei ca. 5–250 Toxoplasmen/ml. Die diagnostische Sensitivität steigt bei zunehmender Parasitendichte (Immunsuppression und längere Krankheitsdauer, keine spezifische Therapie) und nach Konzentration des Untersuchungsmaterials an. Die diagnostische Sensitivität ist gering bei Immunkompetenz, kurzer Krankheitsdauer und nach Therapie (Tab. 44-6 – Untersuchungsmaterial und Sensitivität der Toxoplasma-PCR unter klinischen Bedingungen). Der Nachweis von Toxoplasma-DNA in Körperflüssigkeiten ist beweisend für eine akute Infektion, ein negatives Ergebnis schließt eine latente Infektion nicht aus.

44.5.2.2 Leishmaniosen

Innerhalb der Gattung Leishmania sind mehr als 20 Arten bekannt, die beim Menschen eine Erkrankung auslösen können. Entsprechend ihrer klinischen Manifestation werden sie eingeteilt in viszerotrope Komplexe (viszerale Leishmaniose) und dermatotrope Komplexe (kutane und mukokutane Leishmaniosen). Die Leishmaniosen sind vorwiegend Zoonosen, wobei meist Säugetiere das Reservoir für die Erreger bilden. In einigen endemischen Gebieten findet auch eine Mensch-Vektor-Mensch Übertragung statt. Leishmanien werden von kleinen Mücken (Phlebotomus spp. oder Lutzomyia spp.), auch Sandfliegen genannt, in ihrer promastigoten Form übertragen. Im Zwischenwirt Mensch oder Tier bilden sich obligat intrazelluläre, rund-ovale, amastigote Parasiten (3–5 μm), welche sich vorrangig in retikuloendothelialen Zellen vermehren.

Epidemiologie

Die Verbreitungsgebiete der Leishmaniosen sind eng an das Vorkommen von potenten Vektoren gebunden. Erkrankungen werden von allen Kontinenten und aus mindestens 88 Ländern gemeldet. Die menschlichen Erkrankungen in Australien und Ozeanien sind bislang auf importierte Fälle beschränkt /44/. Die Zahl der Erkrankungsfälle in den betroffenen Ländern schwankt erheblich. Laut WHO werden:

• 90 % aller viszeralen Leishmaniosen in Bangladesh, Brasilien, Indien, Nepal und dem Sudan registriert.
• 90 % aller bekannten Fällen von mukokutaner Leishmaniose stammen aus Bolivien, Brasilien und Peru.
• 90 % der kutanen Leishmaniosen treten in Ländern wie Afghanistan, Brasilien, Peru, dem Iran, Saudiarabien und Syrien auf /45/.
• In Deutschland stellt die Leishmaniose eine Importkrankheit dar, auch wenn immer wieder die Möglichkeit einer autochthonen Infektion diskutiert wird. Aus dem Mittelmeerraum importiert sind 38 % aller Fälle von kutaner Leishmaniose und 97 % aller Fälle von viszeraler Leishmaniose /46/.
• Im mediterranen Raum ist Leishmania infantum endemisch. Hunde fungieren als Reservoirwirte, die regional zu 20–80 % infiziert sind.

Seltene Infektionswege sind die direkte Parasitenübertragung von Mensch zu Mensch, z.B. Drogenabhängige, Blut- und Organspenden, die prä- und perinatale Infektion oder eine Inokulation von Ulkusmaterial in die Haut (Immunisierung).

Zu den Risikogruppen gehören Personen mit Aufenthalten in Endemiegebieten wie Reisende, Soldaten, Mitbürger mit Migrationshintergrund, Flüchtlinge, Asylsuchende und Immunsupprimierte.

Inkubationszeit

Wochen bis Monate; die Infektion kann auch über Jahre latent bleiben; eine Reaktivierung der latenten Infektionen ist bei Immunsuppression möglich.

44.5.2.2.1 Klinische Symptomatik

Die Erkrankungsrate nach Primärinfektion liegt bei 5–10 %. Es tritt ein breites Spektrum an Erkrankungen auf, wobei die klinische Erscheinungsform und der Krankheitsverlauf sowohl von der Art des Erregers wie auch vom Immunstatus des Betroffenen beeinflusst werden.

Die am häufigsten diagnostizierte Form ist die kutane Leishmaniose.

• Kutane Leishmaniose (Orientbeule): Chronisches, schmerzloses, trockenes oder feuchtes Hautulkus (Alte Welt), einzeln oder mehrere; noduläre oder diffuse, eventuell ulzerative Hautknoten (Neue Welt).
• Mukokutane Leishmaniose: Fortschreitende Gewebsdestruktion (Schleimhaut, Knorpel) vorwiegend im Gesicht durch nekrotisierende-granulomatöse Entzündungen.
• Viszerale Leishmaniose (Kala Azar): Hauptsymptome sind Fieber, Anämie, Panzytopenie, Hepatosplenomegalie, Hypergammaglobulinämie; Risikofaktor für eine Viszeralisierung ist Immunsuppression (Mangelernährung, HIV-Infektion, immunsuppressive Therapie). Ohne Behandlung hohe Letalität.

Differentialdiagnose: Hämato-onkologische Erkrankungen.

Meldepflicht

Entfällt. Eine inoffizielle Meldung an die Referenzstelle zur Diagnostik und Therapie von importierten Leishmaniosen am Institut für Tropenmedizin, Berlin, ist erwünscht.

Untersuchungsmaterial

Der Verdacht auf eine Leishmaniose rechtfertig den Einsatz aller verfügbaren Untersuchungsmethoden im Sinne einer Stufendiagnostik. Die Diagnostik sollte möglichst nach Rücksprache mit einer tropenmedizinischen Einrichtung erfolgen, die eine kulturelle Anzüchtung und eine Speziesdifferenzierung vornehmen kann.

Siehe Tab. 44-7 – Laboruntersuchungen zum Nachweis einer Infektion mit Leishmania spp. im Sinne einer Stufendiagnostik bei Immunkompetenz.

44.5.2.2.2 Labordiagnostik

Konventionelle Methoden wie Mikroskopie und Kultur haben eine geringere diagnostische Sensitivität als molekularbiologische Verfahren (PCR). Es empfiehlt sich dennoch eine kulturelle Anreicherung des Erregers zu versuchen, damit für die anschließende Speziesdifferenzierung ausreichend parasitäre DNA zur Verfügung steht. Die Bestimmung der Leishmanienart ist sinnvoll und bei Verdacht auf kutane Leishmaniose der Neuen Welt (L. braziliensis) erforderlich um eine gezielte Behandlung einleiten zu können.

Mikroskopie

Der Direktnachweis erfolgt durch Tupfen oder Ausstreichen von Zell haltigem Material auf einem Objektträger und Färbung nach Giemsa. Die typischen amastigoten Stadien (3–5 μm) finden sich intrazellulär im Zytoplasma, eventuell auch extrazellulär (Artefakt). Anhand der morphologischen Charakteristika nach Giemsa-Färbung (rötlich gefärbter Nukleus und kleiner, kompakter Kinetoplast) lassen sich die Erreger identifizieren. Eine Differenzierung der Spezies ist nicht möglich. Für die kulturelle Anzucht von Promastigoten eignen sich z.B. Schneider’s Drosophila-Medium, Leibovic und NNN-Medium. Eine Kultur wird bei 27 °C bebrütet und kann frühestens nach 3 Wochen als negativ beurteilt werden.

Molekularbiologische Untersuchung

Die Identifizierung der die Infektion auslösenden Leishmania-Art in der klinischen Probe gelingt nur molekularbiolgisch. Diese Methoden können auch dazu verwendet werden, aus beschichteten Objektträgern DNA zu amplifizieren und diese einer bestimmten Leishmania-Art retrospektive zuzuordnen /47/. Differenzierende in Haus PCRs werden von den Tropeninstituten und parasitologischen Speziallaboratorien angeboten.

Antikörpernachweis

Spezifische Antikörper sind bei viszeraler Leishmaniose meist in hoher Konzentration, bei mukokutaner Leishmaniose in niedriger und bei klinisch apparenter kutaner Leishmaniose in sehr niedriger Konzentration (ca. 70 %) zu erwarten. Bei Vorliegen einer kutanen Einzelläsion (L. tropica) sind Antikörper selten messbar. Bei Kindern mit kutaner Infektion mit L. infantum dienen serologische Verlaufskontrollen dazu, eine mögliche Viszeralisierung frühzeitig zu erfassen. Als Screeningtests sind IFAT, ELISA und IHAT, als Bestätigungstest der Immunoblot geeignet. Kreuzreaktionen treten insbesondere auf mit Trypanosomen (Chagas, Schlafkrankheit). Eine positive Antikörperreaktion weist auf eine bestehende, therapierte oder asymptomatische Infektion hin. Falsch negative Befunde sind zu erwarten, wenn die Leishmania-Erstinfektion im Stadium der Immunsuppression erfolgte.

44.5.2.3 Malaria

Die Malaria ist eine Erkrankung der Tropen und Subtropen. Sie ist endemisch in Asien, Afrika, Ozeanien, Zentral- und Südamerika und betrifft mehr als 100 Länder.

Der Malariaschwerpunkt liegt in Afrika südlich der Sahara, wo sich die meisten hoch endemischen Gebiete für den Erreger Plasmodium falciparum befinden.

P. vivax ist der einzige Malaria-Erreger in der östlichen Welt (Türkei, Syrien, Marokko, Afghanistan, Kaukasus), findet sich auch in einigen südamerikanischen Ländern, kommt aber in West- und Zentralafrika selten vor. Die dort lebende Duffy-negative Bevölkerung ist wenig empfänglich für diese Spezies. P. ovale parasitiert vor allem in Westafrika aber nicht in der Neuen Welt.

P. malariae kommt weltweit vor mit einer im Vergleich zu den anderen Arten geringen lokalen Häufigkeit.

Die fünfte Malaria-Art des Menschen, P. knowlesi, ist bislang noch auf Malaysia und einige südostasiatische Länder beschränkt.

Epidemiologie

Plasmodien werden durch den Stich einer infizierten Anopheles-Mücke übertragen. Die Verbreitungsgebiete der Malaria sind definiert durch das Vorhandensein von geeigneten Vektoren, durch spezifische klimatische und geographische Voraussetzungen sowie eine Mindestanzahl an Parasiten- (Gametozyten-) Trägern in der Bevölkerung. In Deutschland werden jährlich mehr als 500 Fälle von Malaria gemeldet, die bis auf seltene Ausnahmen alle im Ausland erworben wurden. Infektionen durch P. falciparum, die potenziell lebensbedrohlich sind, haben mit ca. 80 % einen hohen Anteil /48/. Die meisten Erkrankungen sind auf mangelnde Malaria-Prophylaxe zurückzuführen. Unter besonderen Bedingungen kann es nach dem Import von infektiösen Mücken regional begrenzt während der Sommermonate zu einer Übertragung kommen (sog. Flughafenmalaria). Eine Mensch-zu Mensch-Übertragung ist von Mutter auf das Kind (diaplazentar) sowie in Form einer Transfusionsmalaria möglich.

Inkubationszeit

Malaria tropica (P. falciparum) 7–30 Tage; Malaria tertiana (P. vivax/P. ovale) 12 Tage bis über ein Jahr; Malaria quartana (P. malariae) 18–50 Tage, P. knowlesi 5–6 Tage.

44.5.2.3.1 Klinische Symptomatik

Anfangs Fieber, oft bis oder über 39 °C; Kopf-, Glieder und Rückenschmerzen, ev. Durchfall, Übelkeit und Erbrechen, Schüttelfrost und Schweißausbrüche. Wegen der verhältnismäßig unspezifischen Krankheitssymptome in der Frühphase ist eine eindeutige klinische Diagnose nicht möglich. Der weitere Krankheitsverlauf wird maßgeblich von der Erreger-Art und der Immunkompetenz bzw. Durchseuchung (Semiimmunität) der betroffenen Person bestimmt.

Bei Malaria tertiana liegt zwischen zwei Fieberanfällen ein fieberfreier Tag, während bei Malaria quartana die fieberfreie Phase zwei Tage beträgt. Bei Malaria tropica verläuft die Fieberkurve unregelmäßig oder kontinuierlich.

Die besondere Pathogenität von P. falciparum ergibt sich auch aus der Zytoadhärenz von befallenen Erythrozyten an Endothelzellen mit nachfolgender disseminierter Störung der Mikrozirkulation. Als häufigste Komplikationen entstehen daraus Niereninsuffizienz, zerebrale Malaria, respiratorische Insuffizienz und schwere Anämie.

Da sich bei Malaria tropica schnell ein lebensbedrohlicher Zustand mit einer Sterblichkeitsrate von ca. 20 % entwickeln kann, muss ein Malariaausschluss bei jedem Patienten mit Fieber nach Ausreise aus einem Endemiegebiete (6 Tage bis ein Jahr) unabhängig vom Fiebertyp erfolgen.

Meldepflicht

Nach § 7 Abs. 3 Infektionsschutzgesetz (IfSG) besteht eine nichtnamentliche Meldepflicht des direkten Nachweises des Krankheitserregers durch das Labor. Die Nachweise werden direkt an das Robert Koch-Institut (RKI) auf einem Meldebogen des RKI gemeldet.

Untersuchungsmaterial

Blutausstriche und Dicke Tropfen aus Kapillar- oder EDTA-Blut; EDTA-Blut 3–5 ml.

44.5.2.3.2 Labordiagnostik

Klinische Chemie

Thrombozytopenie und meist LDH-Erhöhung.

Mikroskopie

Der Parasitennachweis ist die wichtigste Methode für die Speziesdifferenzierung, Quantifizierung und das Management einer schweren Malaria tropica. Als Goldstandard gilt das Giemsa-gefärbte Blutpräparat (fixierter Blutausstrich und Dicker Tropfen). Nach Färbung erscheint die Kernsubstanz der Parasiten rötlich violett und das Plasma graublau. Die Giemsa-Färbung garantiert eine reproduzierbare Färbequalität und hohe Stabilität bei längerer Lagerung /49/.

Für die Herstellung von geeigneten Blutpräparaten muss beachtet werden /50/:

• Der Zeitraum zwischen Blutabnahme und Anfertigung der Blutpräparate sollte maximale eine Stunde betragen. Eine längere Transportzeit von EDTA-Blut oder eine Kühlung der Probe wirkt sich negativ auf die Morphologie von Parasiten und Leukozyten aus.
• Die sogenannte Schüffner’sche Tüpfelung lässt sich nur bei frisch entnommenen Blutproben und einer Färbedauer von ≥ 40 min gut darstellen. Eine Lagerung von EDTA-Blut beeinträchtigt die Darstellung oder verhindert sie ganz.
• Reife Gametozyten können bereits nach 15 min exflagelieren und zur Verwechslung mit z.B. Spirochäten führen.

Die definitive Diagnose einer Malaria basiert auf dem Nachweis von Plasmodien im Blutpräparat. Bei geringer Parasitendichte (unter 1 %) eignet sich der Dicke Tropfen mit einem mindestens 10 fachen Anreicherungsfaktor besser zum Erkennen der Erreger. Der nicht hämolysierte Blutausstrich wird anschließend zur Speziesdifferenzierung und zur Quantifizierung herangezogen. Die Definition der Plasmodien-Spezies basiert auf dem typischen morphologischen Bild der Erreger in verschiedenen Entwicklungsphasen und den befallenen Erythrozyten (Tab. 44-8 – Plasmodium species and their developmental stages in blood smear). Die mikroskopische Beurteilung muss mit Ölimmersion (400–1.000 fache Vergrößerung) erfolgen. Eine häufige Fehlerquelle bilden Thrombozyten und Farbpartikel, die sich auf Erythrozyten abgelagert haben. Bei einem Patienten aus Südostasien mit der lichtmikroskopisch gestellten Diagnose M. tertiana / M. quartana muss auch an eine P. knowlesi-Infektion gedacht werden, die tödlich verlaufen kann /51/.

Bei starkem Verdacht auf das Vorliegen einer Malaria und negativem Befund (200 Gesichtsfeldern im Dicken Tropfen bei 1.000-facher Vergrößerung) muss der Plasmodiennachweis in 12–24-stündlichem Abstand unabhängig vom Fieberrhythmus mehrfach versucht werden. Bei positivem Befund, insbesondere bei P. falciparum-Infektion, ist die Parasitendichte im Blut zu ermitteln. Bei einer Parasitämie von über 5 % (also 5 von 100 Erythrozyten enthalten Parasiten, wobei Gametozyten als nicht teilungsfähige Stadien in die Berechnung nicht eingehen) gilt die Infektion als bedrohlich und erfordert eine engmaschige klinische Überwachung.

Bei geringer Parasitendichte (unter 1 %) kann die Parasitendichte im Dicken Tropfen bestimmt werden aus einer Verrechnung der in den Blickfeldern pro Leukozyt erfassten Parasiten mit der entweder labortechnisch bestimmten oder auf circa 8.000 Zellen pro μl Blut geschätzten Konzentration der Leukozyten.

Antigennachweis

Für den raschen Nachweis einer Malaria stehen Schnell-Tests zur Verfügung, die meist als immunchromatographische Tests konzipiert sind (Rapid malaria test, RMT). RMTs detektieren aus Vollblut oder Serum/Plasma die P. falciparum spezifischen Antigene Histidine rich protein-2 (HRP-2) und Lactate dehydrogenase (PfLDH) sowie Pan-Plasmodium Antigene wie Aldolase oder das Parasiten spezifische LDH (pLDH). Entsprechend den Empfehlungen der WHO ist eine Sensitivität von mindestens 200 Parasiten/μl oder 95 % verglichen mit dem mikroskopischen Nachweis akzeptabel.

Aber hier zeigen die RMT einzelner Hersteller große Qualitätsunterschiede /52/. Eine hohe Detektionsrate kann für das P. falciparum-Antigen bei einer Parasitendichte von über 1.000 Parasiten/μl und über 500/μl für P. vivax/P. ovale angenommen werden aber eine unzureichende Nachweisempfindlichkeit für P. malariae /53/.

Eine Speziesdifferenzierung ist häufig nicht möglich, weil z.B. die Pan-malaria-Antigene pLDH und Aldolase auch von P. falciparum-Gametozyten exprimiert werden. Auch ist zu beachten, dass die Antigen-spezifischen Linien noch lange nach Therapie (z.B. HRP-2 bis zu 28 Tage) positiv bleiben können. Über falsch negative Ergebnisse bei sehr hoher und niedriger Parasitämie wird berichtet. Die Tests eignen sich für eine erste Notfalldiagnose, wenn erfahrenes Personal für die Mikroskopie nicht zur Verfügung steht. Unter klinischen Bedingungen muss aber sowohl ein positives wie auch negatives RMT-Ergebnis mit einer weiteren Methode, mikroskopisch oder molekularbiologisch, überprüft werden.

Molekularbiologische Untersuchungen

Sie haben noch keinen Eingang in die Akutdiagnostik der Malaria gefunden (Detektionslimit).

In besonderen Fällen sind die PCRs aber hilfreich zur Absicherung der mikroskopischen Diagnose:

• Bei niedriger Parasitendichte während der sehr frühen Infektionsphase oder bei Semiimunität /54/.
• Zur Differenzierung von morphologisch sehr ähnlichen Formen (P. vivax, P. ovale, P. malariae, P. knowlesi).
• Zum Nachweis einer Mischinfektion oder bei postmortal entnommenen Proben.

Quantitative Real-Time PCR-Verfahren eignen sich zur Überprüfung der Parasitämie. Als nicht ausreichend sensitiv wird die PCR zum Screening von Blutspendern bewertet.

Antikörpernachweis

Der Nachweis von spezifischen Antikörpern hat keine Bedeutung für die Akutdiagnostik, da erste Antikörper erst in der Woche 2–3 nach Infektion messbar sind. Ein Antikörpertest ist sinnvoll zur retrospektiven Bestätigung einer kürzlich therapierten Infektion (Antikörper sind bis zu 3–6 Monate nach Infektion nachweisbar). Auch hat der Antikörpertest Bedeutung zum Ausschluss einer subklinischen Infektion, insbesondere bei potentiellen Blutspendern, die aus endemischen Gebieten stammen oder solche besucht haben. Als serologische Testverfahren eignen sich der IFAT mit P. falciparum-Kulturantigen oder der ELISA mit Kultur- und/oder rekombinanten Antigenen. Kreuzreaktionen mit anderen Erregern sind, ausgenommen bei einer sehr seltenen Infektion mit Babesien, nicht zu erwarten. Kreuzreaktionen zwischen P. falciparum und P. malariae sind stärker ausgeprägt als zwischen P. falciparum und P. vivax, Povale. Ein Screening von Blutspendern ausschließlich auf der Basis von P. falciparum-Antigen wird nicht als ausreichend sensitiv bewertet /55/. Da bereits ein grenzwertiges Ergebnis zum Ausschluss des Blutspenders führt, muss die Qualität von Screening-Assays durch Verwendung von niedrig-positiven Kontrollseren (P. falciparum, P. vivax) abgesichert werden.

Literatur

1. Glinz D, Silué KD, Knopp S, Lohourignon LK, Kouassi P, Yao KP, et al. Comparing diagnostic accuracy of Kato-Katz, Koga Agar Plate, Ether-Concentration, and FLOTAC for Schistosoma mansoni and Soil-Transmitted Helminths. PLoS Negl Trop Dis 2010; 4 (7): e754.

2. Utzinger J, Botero-Kleiven S, Castelli F, Chiodini PL, Edwards H, Köhler N et al. Microscopic diagnosis of sodium acetate-acetic acid-formalin-fixed stool samples for helminths and intestinal protozoa: a comparison among European reference laboratories. Clin Microbiol Infect. 2010; 16: 267–73.

3. Stensvold CR, Lebbad M, Victory EL, Verweij JJ, Tannich E, Alfellani M et al. Increased sampling reveals novel lineages of entamoeba: consequences of genetic diversity and host specificity for taxonomy and molecular detection. Protist 2011; 162: 525–41.

4. Fotedar R, Stark D, Beebe N, Marriott D, Ellis J, Harkness J. Laboratory Diagnostic Techniques for Entamoeba Species. Clinical Microbiol Reviews 2007; July: 511–32.

5. World Health Organization. 1997. World Health Organization/Pan American Health Organization/UNESCO report of a consultation of experts on amoebiasis. Wkly. Epidemiol. Rec. 1997; 72: 97–9.

6. Blessmann J, Buss H, Nu PA, Dinh BT, Ngo QT, Van AL et al. Real-time PCR for detection and differentiation of Entamoeba histolytica and Entamoeba dispar in fecal samples. J Clin Microbiol 2002; 40: 4413–7.

7. Weinke T, Friedrich-Jänicke B, Hopp P, Janitschke K. Prevalence and clinical importance of Entamoeba histolytica in two high-risk groups: travellers returning from the tropics and male homosexuals. J Infect Dis 1990; 161: 1029–31.

8. Tannich E, Burchard GD. Amöbiasis. Tropenmedizin in Klinik und Praxis: Mit Reise- und Migrationsmedizin. Thomas Löscher, Gerd-Dieter Burchard, eds. Georg Thieme Verlag 2008; 4. Auflage; S. 639–47.

9. Espelage W, an der Heiden M, Stark K, Alpers K. Characteristics and risk factors for symptomatic Giardia lamblia infections in Germany. BMC Public Health 2010, 10: 41. doi: 10.1186/1471-2458-10-41.

10. Hunter PR, Thompson RC. The zoonotic transmission of Giardia and Cryptosporidium. Intern. J Parasitol 2005; 35: 1181–90.

11. Xu P, Widmer G, Wang Y, Ozaki LS, Alves JM, Serrano MG et al. The genome of Cryptosporidium hominis. Nature 2004; 28: 431 (7012): 1107–12.

12. Dillingham RA, Lima AA, Guerrant RL: Cryptosporidiosis: epidemiology and impact. Microbes Infect 2002; 4: 1059–66.

13. Johnston SP, Ballard MB, Beach MJ, Causer L, Wilkins PP. Evaluation of three commercial assays of Giardia and Cryptosporidium organisms in fecal specimens. J Clin Microbiol 2003; 41: 623–6.

14. Ash LR, Orihel TC. Parasites. A guide to laboratory procedures and identification. Chicago, II: ASCP press 1991.

15. Lynne SG. Laboratory Identification of the Microsporidia. J Clin Microbiol 2002; 40: 1892–1901.

16. Ghosh K, Weiss LM. Molecular Diagnostic Tests for Microsporidia. Interdiscip Perspect Infect Dis 2009: 926521. Epub 2009 Aug 2.

17. Pezzani BC, Minvielle MC, de Luca MM, Cordoba MA, Apezteguia MC, Basualdo JA. Enterobius vermicularis infection among population of General Mansilla, Argentina.World J Gastroenterol 2004; 10: 2535–9.

18. Oothuman P, Noor Hayati MI, Mastura MH, Rampal L, Jeffery J, Rubiah M et al. Prevalence of Enterobius vermicularis amongst adults living in hostels by six successive day examination. Southeast Asian J Trop Med Public Health 1992; 23: 82–6.

19. Seltzer E, Barry M, Crompton DWT. Ascariasis. In: Guerrant RL, Walker DH, Weller PF, eds. Tropical infectious diseases: principles, pathogens and practice. 2nd ed. Philadelphia, PA: Elsevier Churchill Livingstone, 2006: 1257–64.

20. Haswell-Elkins MR, Leonard H, Kennedy MW, Elkins DB, Maizels RM. Immunoepidemiology of Ascaris lumbricoides: relationships between antibody specificities, exposure and infection in a human community. Parasitology 1992; 104: 153–9.

21. Payet B, Chaumentin G, Boyer M, Amaranto P, Lemonon-Meric C, Lucht F. Prolonged latent schistosomiasis diagnosed 38 years after infestation in a HIV patient. Scand. J Infect Dis 2006 (38); 6–7: 572–75.

22. Sorgho H, Bahgat M, Poda JN, Song W, Kirsten Ch, Doenhoff MJ, Zongo I, Jean-Bosco Ouadraogo JB, Ruppel A. Serodiagnosis of Schistosoma mansoni infections in an endemic area of Burkina Faso: performance of several immunological tests with different parasite antigens. Acta Trop 2005; 93 (2): 169–80.

23. Meltzer E, Artom G, Marva E, Assous MV, Rahav G, Schwartzt E. Schistosomiasis among travelers: new aspects of an old disease. Emerg Infect Dis 2006; 12: 1696–700.

24. Wichmann D, Panning M, Quack T, Kramme S, Burchard GD, Grevelding C et al. Diagnosing schistosomiasis by detection of cell-free parasite DNA in human plasma. PLoS Negl Trop Dis. 2009; 3: e422.

25. McManus DP, Zhang W, Li J, Bartley PB. Echinococcosis. Lancet. 2003 Oct 18; 362 (9392): 1295–304.

26. Ito A, Ma L, Schantz PM, Gottstein B, Liu YH, Chai JJ et al. Differential serodiagnosis for cystic and alveolar echinococcosis using fractions of Echinococcus granulosus cyst fluid (antigen B) and E. multilocularis protoscolex (EM18). Am J Trop Med Hyg 1999; 60: 188–92.

27. Reiter-Owona I, Grüner B, Frosch M, Hoerauf A, Kern P, Tappe D. Serological Confirmatory Testing of Alveolar and Cystic Echinococcosis in Clinical Practice: Results of a Comparative Study with Commercialized and in-house Assays. Clin. Lab. 2009; 55: 41–8.

28. Gottstein B, Pozio E, Nockler K. Epidemiology, diagnosis, treatment, and control of trichinellosis. Clin Microbiol Rev 2009; 22: 127–42.

29. Moskwa B, Bien J, Cabaj W, Kořinková K, Koudela B, Stefaniak J.The comparison of different ELISA procedures in detecting anti-Trichinella IgG in human infections. Veterinary Parasitology 2009; 159: 312–15.

30. Pawlowski Z. Toxocariasis in humans: clinical expression and treatment dilemma. J Helminthology 2001; 75: 299–305.

31. Yamasaki H, Araki K, Lim PKC, Ngah Z, Mak JW, Radzan T et al. Development of a highly specific recombinant Toxocara canis second-stage larva excretory-secretory antigen for immunodiagnosis of human toxocariasis. J Clin Microbiol 2000; 38: 1409–13.

32. Nuesch, R., Zimmerli L, Stockli R, Gyr N, Christoph Hatz Ch. Imported strongyloidosis: a longitudinal analysis of 31 cases. J Travel Med 2005; 12: 80–4.

33. Olsen A, van Lieshout L, Marti H, Polderman T, Polman K, Steinmann P et al. Strongyloidiasis – the most neglected of the neglected tropical diseases? Trans R Soc Trop Med Hyg 103: 967–72.

34. Krolewiecki AJ, Ramanathan R, Fink V, McAuliffe I, Cajal SP, Won K et al. Improved Diagnosis of Strongyloides stercoralis Using Recombinant Antigen-Based Serologies in a Community-Wide Study in Northern Argentina. Clinical and Vaccine Immunology, 2010: 17: 1624–30.

35. Kramme S, Nissen N, Soblik H, Erttmann K, Tannich E, Fleischer B et al. Novel real-time PCR for the universal detection of Strongyloides species J Med Microbiol 2011; 60: 454–58.

36. Gras L, Wallon M, Pollak A, Cortina-Borja M, Evengard B, Hayde M, et al. Association between prenatal treatment and clinical manifestations of congenital toxoplasmosis in infancy: a cohort study in 13 European centres. Acta Paed 2005; 94: 1721–31.

37. Pleyer U, Groß U, Schlüter D, Wiking H, Seeber F. Toxoplasmosis in Germany– epidemiology, diagnosis, risk factors and treatment. Dtsch Arztebl Int 2019; 116: 435-44.

38. Christoph J, Kattner E, Seitz HM, Reiter-Owona I. Strategies for the diagnosis and treatment of prenatal toxoplasmosis – a survey. Z Geburtshilfe Neonatol 2004; 208: 10–6.

39. Rodriguez JC, Martinez MM, Martinez AR, Royo G. Evaluation of different techniques in the diagnosis of Toxoplasma encephalitis. J Med Microbiol 1997; 46: 597–601.

40. Hohlfeld P, Daffos F, Costa JM, Thulliez Ph, Forestier F, Vidaud M. Prenatal Diagnosis of Congenital Toxoplasmosis with a Polymerase-Chain-Reaction Test on Amniotic Fluid. N Engl J Med 1994; 331:695–9.

41. Wallon M, Franck J, Thulliez P, Huissoud C, Peyron F, Garcia-Meric P, Kieffer F. Accuracy of real-time polymerase chain reaction for Toxoplasma gondii in amniotic fluid. Obstet Gynecol. 2010; 115: 727–33.

42. Thalib L., Gras L., Romand S., Prusa A., Bessieres M.-H., Petersen E., Gilbert R.E. for the European Multicentre Study on Congenital Toxoplasmosis (EMSCOT). Prediction of congenital toxoplasmosis by polymerase chain reaction analysis of amniotic fluid. Intern. J Obstetrics Gynaecology 2005; 112: 567–74.

43. Garweg JG. Determinants of immunodiagnostic success in human ocular toxoplasmosis Parasite Immunology 2005; 27: 61–8.

44. Stark D, Pett S, Marriott D, Harkness J. Post-Kala-Azar Dermal Leishmaniasis Due to Leishmania infantum in a Human Immunodeficiency Virus Type 1-Infected Patient. J Clin Microbiol 2006; 44: 1178–80.

45. Leishmaniasis in: www.who.int/leishmaniasis/en/

46. Harms-Zwingenberger G, Bienzle U. Nach Deutschland importierte Leishmaniosen. Dtsch Arztebl 2007; 104: A 3108–13.

47. Schönian G, Nasereddin A, Dinse N, Schweynoch C, Schallig HD, Presber W et al. PCR diagnosis and characterization of Leishmania in local and imported clinical samples.Diagn Microbiol Infect Dis 2003; 47: 349–58.

48. Robert Koch-Institut Epidemiologisches Bulletin Nr. 38, 27. September 2010.

49. Informal consultation on quality control of malaria microscopy. WHO Headquaters, Geneva, 3 March 2006; WHO/HTM/MAL/2006.1117WHO/HTM/MAL/2006.1117

50. WHO. Malaria microscopy quality assurance manual – version 1.2009.

51. Schottelius J, Gilberger T, Ehrhardt S, Burchard G. Plasmodium knowlesi: Ein neuer Malariaerreger des Menschen. DMW 2010; 135: 292–300.

52. WHO. Results of WHO product testing of malaria RDTs: Round 2, 2009. World Health Organization; 2010. Malaria Rapid Diagnostic Test Performance.

53. Maltha J, Gillet P, Cnops L, Bottieau E, Van Esbroeck M, Bruggeman C et al. Evaluation of the rapid diagnostic test SDFK40 (Pf-pLDH/pan-pLDH) for the diagnosis of malaria in a non-endemic setting. Malar J. 2011; 10: 7.

54. Matisz CE, Naidu P, Shokoples SE, Grice D, Krinke V, Brown SZ et al. Post-arrival screening for malaria in asymptomatic refugees using real-time PCR. Am J Trop Med Hyg. 2011; 84: 161–5.

55. Doderer C, Heschung A, Guntz P, Cazenave JP, Hansmann Y, Senegas A et al. A new ELISA kit which uses a combination of Plasmodium falciparum extract and recombinant Plasmodium vivax antigens as an alternative to IFAT for detection of malaria antibodies. Malaria Journal 2007; 6: 19–27.

56. Kara M, Sozubir S. Urinary schistosomiasis. N Engl J Med 2023; 389 (5): 454.

Frank AJ, Shepard JAO, Lennes IT, Schumacher LY, Shih AR. Case 24-2023: A 43-year-old man with a pulmonary nodule. N Engl J Med 2023; 389 (6): 550–8.